Cảm ơn bạn đã ghé thăm Nature.com. Phiên bản trình duyệt bạn đang sử dụng có hỗ trợ CSS hạn chế. Để có trải nghiệm tốt nhất, chúng tôi khuyên bạn nên sử dụng trình duyệt đã cập nhật (hoặc tắt Chế độ tương thích trong Internet Explorer). Trong thời gian chờ đợi, để đảm bảo hỗ trợ liên tục, chúng tôi sẽ hiển thị trang web mà không có kiểu dáng và JavaScript.
Chảy máu không kiểm soát được là một trong những nguyên nhân tử vong hàng đầu. Đạt được quá trình cầm máu nhanh chóng đảm bảo sự sống sót của đối tượng như một biện pháp sơ cứu trong chiến đấu, tai nạn giao thông và các hoạt động giảm tử vong. Khung composite gia cố sợi nano xốp (NFRCS) có nguồn gốc từ một thành phần tạo màng cầm máu đơn giản (HFFC) dưới dạng pha liên tục có thể kích hoạt và tăng cường quá trình cầm máu. Sự phát triển của NFRCS dựa trên thiết kế của cánh chuồn chuồn. Cấu trúc cánh chuồn chuồn bao gồm các cánh ngang và cánh dọc, và các màng cánh được kết nối với nhau để duy trì tính toàn vẹn của cấu trúc vi mô. HFFC phủ đều bề mặt sợi bằng một lớp màng có độ dày nanomet và kết nối độ dày bông phân bố ngẫu nhiên (Ct) (pha phân tán) để tạo thành cấu trúc nano xốp. Sự kết hợp của các pha liên tục và phân tán giúp giảm chi phí sản phẩm xuống mười lần so với các sản phẩm có sẵn trên thị trường. NFRCS đã được sửa đổi (băng vệ sinh hoặc vòng đeo tay) có thể được sử dụng trong nhiều ứng dụng y sinh khác nhau. Các nghiên cứu in vivo đã kết luận rằng Cp NFRCS được phát triển kích hoạt và tăng cường quá trình đông máu tại vị trí ứng dụng. NFRCS có thể điều chỉnh môi trường vi mô và hoạt động ở cấp độ tế bào do cấu trúc nanoporous của nó dẫn đến chữa lành vết thương tốt hơn trong mô hình vết thương cắt bỏ.
Chảy máu không kiểm soát được trong khi chiến đấu, trong khi phẫu thuật và trong các tình huống khẩn cấp có thể gây ra mối đe dọa nghiêm trọng đến tính mạng của người bị thương1. Những tình trạng này tiếp tục dẫn đến tăng sức cản mạch ngoại vi nói chung, dẫn đến sốc mất máu. Các biện pháp thích hợp để kiểm soát chảy máu trong và sau phẫu thuật được coi là có khả năng đe dọa tính mạng2,3. Tổn thương các mạch máu lớn dẫn đến mất máu ồ ạt, dẫn đến tỷ lệ tử vong ≤ 50% trong khi chiến đấu và 31% trong khi phẫu thuật1. Mất máu ồ ạt dẫn đến giảm thể tích cơ thể, làm giảm cung lượng tim. Tăng sức cản mạch ngoại vi tổng thể và suy giảm vi tuần hoàn tiến triển dẫn đến thiếu oxy ở các cơ quan hỗ trợ sự sống. Sốc mất máu có thể xảy ra nếu tình trạng này tiếp tục mà không có sự can thiệp hiệu quả1,4,5. Các biến chứng khác bao gồm tiến triển hạ thân nhiệt và nhiễm toan chuyển hóa, cũng như rối loạn đông máu cản trở quá trình đông máu. Sốc mất máu nặng có liên quan đến nguy cơ tử vong cao hơn6,7,8. Ở sốc độ III (tiến triển), truyền máu là điều cần thiết để bệnh nhân sống sót trong quá trình bệnh tật và tử vong trong và sau phẫu thuật. Để khắc phục tất cả các tình huống đe dọa tính mạng nêu trên, chúng tôi đã phát triển một khung composite gia cố bằng sợi nano (NFRCS) sử dụng nồng độ polyme tối thiểu (0,5%) bằng cách kết hợp các polyme cầm máu tan trong nước.
Với việc sử dụng cốt sợi, có thể phát triển các sản phẩm tiết kiệm chi phí. Các sợi được sắp xếp ngẫu nhiên giống với cấu trúc của cánh chuồn chuồn, được cân bằng bởi các sọc ngang và dọc trên cánh. Các tĩnh mạch ngang và dọc của cánh giao tiếp với màng cánh (Hình 1). NFRCS bao gồm Ct được gia cố như một hệ thống giàn giáo có độ bền vật lý và cơ học tốt hơn (Hình 1). Do giá cả phải chăng và tay nghề cao, các bác sĩ phẫu thuật thích sử dụng thước đo sợi cotton (Ct) trong quá trình phẫu thuật và băng bó. Do đó, xét đến nhiều lợi ích của nó, bao gồm > 90% cellulose tinh thể (góp phần tăng cường hoạt động cầm máu), Ct được sử dụng làm hệ thống xương của NFRCS9,10. Do đó, xét đến nhiều lợi ích của nó, bao gồm > 90% cellulose tinh thể (góp phần tăng cường hoạt động cầm máu), Ct được sử dụng làm hệ thống xương của NFRCS9,10. Следовательно, учитывая его многочисленные, người mua, в том числе > 90% số tiền vay (участвует в повышении гемостатической активности), Ct использовали в качестве скелетной системы NFRCS9,10. Do đó, xét đến nhiều lợi ích của nó, bao gồm >90% cellulose tinh thể (có liên quan đến hoạt động cầm máu tăng lên), Ct được sử dụng làm hệ thống xương NFRCS9,10.90% 的结晶纤维素（有助于增强止血活性）,Ct 被用作NFRCS9,10骨架系统。90%Do đó, với nhiều lợi ích, bao gồm hơn 90% là cellulose tinh thể (giúp tăng cường hoạt động cầm máu), Ct được sử dụng làm khung cho NFRCS9,10.Ct được phủ bề mặt (quan sát thấy sự hình thành màng nano dày) và được kết nối với nhau bằng thành phần tạo màng cầm máu (HFFC). HFFC hoạt động giống như một matrigel, giữ Ct được đặt ngẫu nhiên lại với nhau. Thiết kế được phát triển truyền ứng suất bên trong pha phân tán (sợi gia cố). Thật khó để có được các cấu trúc nano xốp có độ bền cơ học tốt khi sử dụng nồng độ polyme tối thiểu. Ngoài ra, không dễ để tùy chỉnh các khuôn khác nhau cho các ứng dụng y sinh khác nhau.
Hình ảnh này cho thấy sơ đồ thiết kế NFRCS dựa trên cấu trúc cánh chuồn chuồn (A). Hình ảnh này cho thấy sự tương tự so sánh về cấu trúc cánh của chuồn chuồn (các gân giao nhau và dọc của cánh được kết nối với nhau) và ảnh chụp cắt ngang của Cp NFRCS (B). Sơ đồ biểu diễn NFRCS.
NFRC được phát triển bằng cách sử dụng HFFC như một pha liên tục để giải quyết các hạn chế trên. HFFC bao gồm nhiều loại polyme cầm máu tạo màng khác nhau bao gồm chitosan (là polyme cầm máu chính) với methylcellulose (MC), hydroxypropyl methylcellulose (HPMC 50 cp) và polyvinyl alcohol (PVA)) (125 kDa) làm polyme hỗ trợ thúc đẩy sự hình thành cục máu đông. Việc bổ sung polyvinylpyrrolidine K30 (PVP K30) đã cải thiện khả năng hấp thụ độ ẩm của NFRCS. Polyethylene glycol 400 (PEG 400) đã được thêm vào để cải thiện liên kết ngang polyme trong hỗn hợp polyme liên kết. Ba thành phần cầm máu HFFC khác nhau (Cm HFFC, Ch HFFC và Cp HFFC), cụ thể là chitosan có MC (Cm), chitosan có HPMC (Ch) và chitosan có PVA (Cp), đã được áp dụng cho Ct. Nhiều nghiên cứu đặc tính in vitro và in vivo đã xác nhận hoạt động cầm máu và chữa lành vết thương của NFRCS. Vật liệu composite do NFRCS cung cấp có thể được sử dụng để tùy chỉnh nhiều dạng khung khác nhau để đáp ứng các nhu cầu cụ thể.
Ngoài ra, NFRCS có thể được cải tiến thành băng hoặc cuộn để che phủ toàn bộ vùng chấn thương ở chân dưới và các bộ phận khác của cơ thể. Cụ thể đối với chấn thương chi do chiến đấu, thiết kế NFRCS có thể được thay đổi thành nửa cánh tay hoặc toàn bộ chân (Hình bổ sung S11). NFRCS có thể được làm thành vòng đeo tay bằng keo dán mô, có thể được sử dụng để cầm máu do chấn thương cổ tay nghiêm trọng do tự tử. Mục tiêu chính của chúng tôi là phát triển một NFRCS với càng ít polyme càng tốt để có thể cung cấp cho một nhóm dân số lớn (dưới mức nghèo khổ) và có thể được đặt trong bộ sơ cứu. Thiết kế đơn giản, hiệu quả và tiết kiệm, NFRCS mang lại lợi ích cho các cộng đồng địa phương và có thể có tác động toàn cầu.
Chitosan (khối lượng phân tử 80 kDa) và amaranth được mua từ Merck, Ấn Độ. Hydroxypropyl methylcellulose 50 Cp, polyethylene glycol 400 và methylcellulose được mua từ Loba Chemie Pvt. LLC, Mumbai. Polyvinyl alcohol (khối lượng phân tử 125 kDa) (thủy phân 87-90%) được mua từ National Chemicals, Gujarat. Polyvinylpyrrolidine K30 được mua từ Molychem, Mumbai, tăm bông vô trùng được mua từ Ramaraju Surgery Cotton Mills Ltd., Tamil Nadu, với nước Milli Q (hệ thống lọc nước Direct-Q3, Merck, Ấn Độ) làm chất mang.
NFRCS được phát triển bằng phương pháp đông khô11,12. Tất cả các thành phần HFFC (Bảng 1) đều được chuẩn bị bằng máy khuấy cơ học. Chuẩn bị dung dịch chitosan 0,5% bằng cách sử dụng axit axetic 1% trong nước bằng cách khuấy liên tục ở tốc độ 800 vòng/phút trên máy khuấy cơ học. Trọng lượng chính xác của polyme được nạp được chỉ ra trong Bảng 1 được thêm vào dung dịch chitosan và khuấy cho đến khi thu được dung dịch polyme trong suốt. PVP K30 và PEG 400 được thêm vào hỗn hợp thu được theo lượng chỉ ra trong Bảng 1 và tiếp tục khuấy cho đến khi thu được dung dịch polyme nhớt trong suốt. Bồn dung dịch polyme thu được được siêu âm trong 60 phút để loại bỏ các bọt khí bị giữ lại khỏi hỗn hợp polyme. Như thể hiện trong Hình bổ sung S1(b), Ct được phân bổ đều trong mỗi giếng của một tấm 6 giếng (khuôn) bổ sung 5 ml HFFC.
Tấm sáu giếng được siêu âm trong 60 phút để đạt được độ ướt đồng đều và phân phối HFFC trong mạng lưới Ct. Sau đó đông lạnh tấm sáu giếng ở -20°C trong 8-12 giờ. Các tấm đông lạnh được đông khô trong 48 giờ để thu được nhiều công thức khác nhau của NFRCS. Quy trình tương tự được sử dụng để sản xuất các hình dạng và cấu trúc khác nhau, chẳng hạn như tampon hoặc tampon hình trụ, hoặc bất kỳ hình dạng nào khác cho các ứng dụng khác nhau.
Chitosan (80 kDa) (3%) được cân chính xác được hòa tan trong axit axetic 1% bằng máy khuấy từ. Thêm 1% PEG 400 vào dung dịch chitosan thu được và khuấy trong 30 phút. Đổ dung dịch thu được vào hộp vuông hoặc hộp chữ nhật và đông lạnh ở -80°C trong 12 giờ. Các mẫu đông lạnh được đông khô trong 48 giờ để thu được Cs13 xốp.
NFRCS đã phát triển đã được tiến hành các thí nghiệm sử dụng phổ hồng ngoại biến đổi Fourier (FTIR) (Shimadzu 8400 s FTIR, Tokyo, Nhật Bản) để xác nhận khả năng tương thích hóa học của chitosan với các polyme khác14,15. Phổ FTIR (chiều rộng của dải phổ từ 400 đến 4000 cm-1) của tất cả các mẫu được thử nghiệm đã thu được bằng cách thực hiện 32 lần quét.
Tỷ lệ hấp thụ máu (BAR) cho tất cả các chế phẩm được đánh giá bằng phương pháp do Chen et al. 16 mô tả với một số sửa đổi nhỏ. Các NFRK đã phát triển của tất cả các thành phần được sấy khô trong lò chân không ở 105°C qua đêm để loại bỏ dung môi còn lại. 30 mg NFRCS (trọng lượng mẫu ban đầu – W0) và 30 mg Ct (kiểm soát dương tính) được đặt trong các đĩa riêng biệt chứa hỗn hợp natri citrat 3,8%. Ở các khoảng thời gian được xác định trước, tức là 5, 10, 20, 30, 40 và 60 giây, NFRCS được lấy ra và bề mặt của chúng được làm sạch máu chưa hấp thụ bằng cách đặt các mẫu trên Ct trong 30 giây. Trọng lượng cuối cùng của máu được hấp thụ bởi NFRCS 16 được xem xét (W1) tại mỗi thời điểm. Tính phần trăm BAR bằng công thức sau:
Thời gian đông máu (BCT) được xác định theo báo cáo của Wang và cộng sự. 17. Thời gian cần thiết để toàn bộ máu (máu chuột trộn sẵn với 3,8% natri citrat) đông lại khi có NFRCS được tính là BCT của mẫu thử. Các thành phần NFRCS khác nhau (30 mg) được cho vào lọ nắp vặn 10 ml và ủ ở 37°C. Máu (0,5 ml) được thêm vào lọ và 0,3 ml CaCl2 0,2 ​​M được thêm vào để hoạt hóa quá trình đông máu. Cuối cùng, lật ngược lọ sau mỗi 15 giây (lên đến 180°) cho đến khi cục máu đông chắc hình thành. BCT của mẫu được ước tính bằng số lần lật vail17,18. Dựa trên BCT, hai thành phần tối ưu từ NFRCS Cm, Ch và Cp đã được chọn để nghiên cứu đặc tính tiếp theo.
BCT của các thành phần Ch NFRCS và Cp NFRCS được xác định bằng cách thực hiện phương pháp được mô tả bởi Li et al. 19 . Đặt 15 x 15 mm2 Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs (kiểm soát dương tính) vào các đĩa Petri riêng biệt (37 °C). Máu chứa 3,8% natri citrat được trộn với 0,2 M CaCl2 theo tỷ lệ thể tích 10:1 để bắt đầu quá trình đông máu. 20 µl hỗn hợp máu chuột CaCl2 0,2 ​​M được bôi lên bề mặt mẫu và đặt vào đĩa Petri rỗng. Kiểm soát là máu được đổ vào các đĩa Petri rỗng không có Ct. Ở các khoảng thời gian cố định 0, 3 và 5 phút, dừng đông máu bằng cách thêm 10 ml nước khử ion (DI) vào mẫu chứa đĩa mà không làm xáo trộn cục máu đông. Hồng cầu không đông (hồng cầu) sẽ bị tan máu khi có mặt nước khử ion và giải phóng hemoglobin. Hemoglobin tại các thời điểm khác nhau (HA(t)) được đo ở 540 nm (λmax hemoglobin) bằng máy quang phổ UV-Vis. Sự hấp thụ tuyệt đối của hemoglobin (AH(0)) trong 0 phút của 20 µl máu trong 10 ml nước khử ion được lấy làm chuẩn tham chiếu. Sự hấp thụ hemoglobin tương đối (RHA) của máu đông được tính từ tỷ lệ HA(t)/HA(0) bằng cách sử dụng cùng một mẻ máu.
Sử dụng máy phân tích kết cấu (Texture Pro CT V1.3 Build 15, Brookfield, Hoa Kỳ), các đặc tính kết dính của NFRK với mô bị tổn thương đã được xác định. Ép một đĩa hình trụ hở đáy vào bên trong da lợn (không có lớp mỡ). Các mẫu (Ch NFRCS và Cp NFRCS) được đưa qua ống thông vào khuôn hình trụ để tạo độ kết dính với da lợn. Sau khi ủ 3 phút ở nhiệt độ phòng (RT) (25° C.), cường độ kết dính của NFRCS được ghi lại ở tốc độ không đổi là 0,5 mm/giây.
Đặc điểm chính của chất trám phẫu thuật là làm tăng quá trình đông máu trong khi làm giảm mất máu. Quá trình đông máu không mất máu trong NFRCS đã được đánh giá bằng một phương pháp đã công bố trước đó với một số sửa đổi nhỏ 19 . Tạo một ống ly tâm nhỏ (2 ml) (đường kính trong 10 mm) có lỗ 8 × 5 mm2 ở một bên của ống ly tâm (biểu diễn vết thương hở). NFRCS được sử dụng để đóng lỗ mở và dùng băng dính để bịt kín các cạnh ngoài. Thêm 20 µl CaCl2 0,2 ​​M vào ống ly tâm nhỏ chứa hỗn hợp natri citrat 3,8%. Sau 10 phút, các ống ly tâm nhỏ được lấy ra khỏi đĩa và khối lượng của các đĩa tăng lên được xác định là do máu chảy ra từ NFRK (n = 3). Mất máu Ch NFRCS và Cp NFRCS được so sánh với Cs.
Tính toàn vẹn ướt của NFRCS được xác định dựa trên phương pháp do Mishra và Chaudhary21 mô tả với một số sửa đổi nhỏ. Đặt NFRCS vào bình Erlenmeyer 100 ml với 50 ml nước và xoay trong 60 giây mà không tạo thành nắp. Kiểm tra trực quan và ưu tiên các mẫu để đảm bảo tính toàn vẹn vật lý dựa trên việc thu thập.
Độ bền liên kết của HFFC với Ct đã được nghiên cứu bằng các phương pháp đã công bố trước đó với một số sửa đổi nhỏ. Tính toàn vẹn của lớp phủ bề mặt được đánh giá bằng cách tiếp xúc NFRK với sóng âm (kích thích bên ngoài) khi có nước milliQ (Ct). NFRCS Ch NFRCS và Cp NFRCS đã phát triển được đặt trong cốc thủy tinh chứa đầy nước và được siêu âm trong 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 và 30 phút. Sau khi sấy khô, phần trăm chênh lệch giữa trọng lượng ban đầu và trọng lượng cuối cùng của NFRCS được sử dụng để tính phần trăm mất vật liệu (HFFC). BCT trong ống nghiệm tiếp tục hỗ trợ độ bền liên kết hoặc mất vật liệu bề mặt. Hiệu quả liên kết của HFFC với Ct cung cấp quá trình đông máu và lớp phủ đàn hồi trên bề mặt của Ct22.
Tính đồng nhất của NFRCS đã phát triển được xác định bằng BCT của các mẫu (30 mg) lấy từ các vị trí chung được chọn ngẫu nhiên của NFRCS. Thực hiện theo quy trình BCT đã đề cập trước đó để xác định sự tuân thủ NFRCS. Sự gần gũi giữa tất cả năm mẫu đảm bảo độ phủ bề mặt đồng đều và lắng đọng HFFC trong lưới Ct.
Diện tích tiếp xúc máu danh nghĩa (NBCA) được xác định như đã báo cáo trước đó với một số sửa đổi. Làm đông máu bằng cách kẹp 20 µl máu giữa hai bề mặt Ct, Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs. Sau 1 giờ, hai phần của stent được tách ra và đo thủ công diện tích cục máu đông. Giá trị trung bình của ba lần lặp lại được coi là NBCA NFRCS19.
Phân tích hấp thụ hơi động (DVS) được sử dụng để đánh giá hiệu quả của NFRCS trong việc hấp thụ nước từ môi trường bên ngoài hoặc từ vị trí tổn thương chịu trách nhiệm khởi tạo quá trình đông tụ. DVS đánh giá hoặc ghi lại quá trình hấp thụ và mất hơi trong mẫu theo phương pháp trọng lượng bằng cách sử dụng cân siêu nhạy có độ phân giải khối lượng ±0,1 µg. Áp suất hơi một phần (độ ẩm tương đối) được tạo ra bởi bộ điều khiển lưu lượng khối điện tử xung quanh mẫu bằng cách trộn khí mang bão hòa và khô. Theo hướng dẫn của Dược điển Châu Âu, dựa trên tỷ lệ hấp thụ độ ẩm của mẫu, các mẫu được phân loại thành 4 loại (0–0,012% w/w - không hút ẩm, 0,2–2% w/w hút ẩm nhẹ, 2–15% hút ẩm vừa phải và > 15% hút ẩm rất nhiều)23. Theo hướng dẫn của Dược điển Châu Âu, dựa trên tỷ lệ hấp thụ độ ẩm của mẫu, các mẫu được phân loại thành 4 loại (0–0,012% w/w - không hút ẩm, 0,2–2% w/w hút ẩm nhẹ, 2–15% hút ẩm vừa phải và > 15% hút ẩm rất nhiều)23.Theo khuyến cáo của Dược điển Châu Âu, tùy thuộc vào tỷ lệ hấp thụ độ ẩm của mẫu, các mẫu được chia thành 4 loại (0–0,012% w/w – không hút ẩm, 0,2–2% w/w hút ẩm nhẹ, 2– mười lăm%).% умеренно гигроскопичен и > 15% очень гигроскопичен)23. % hút ẩm vừa phải và > 15% hút ẩm rất nhiều)23.0,2-2% w/w- 非吸湿性, 0,2-2% w/w 轻微吸湿性、2-15 % 适度吸湿，> 15% 非常吸湿）23。.吸湿 性 、 、 、 、 0,2-2% W/w 轻微 、 2-15% 适度 吸湿 ,> 15 % 非常吸湿）23。Theo khuyến cáo của Dược điển Châu Âu, các mẫu được chia thành 4 loại tùy thuộc vào tỷ lệ phần trăm độ ẩm mà mẫu hấp thụ (0-0,012% theo trọng lượng – không hút ẩm, 0,2-2% theo trọng lượng hút ẩm nhẹ, 2-15% theo trọng lượng).% умеренно гигроскопичен, > 15 % очень гигроскопичен) 23. % hút ẩm vừa phải, > 15% hút ẩm rất nhiều) 23.Hiệu quả hút ẩm của NFCS X NFCS và TsN NFCS được xác định trên máy phân tích DVS TA TGA Q5000 SA. Trong quá trình này, thời gian chạy, độ ẩm tương đối (RH) và trọng lượng mẫu thời gian thực ở 25°C24 đã được thu thập. Hàm lượng ẩm được tính bằng phân tích khối lượng NFRCS chính xác bằng phương trình sau:
MC là độ ẩm NFRCS. m1 – trọng lượng khô của NSAID. m2 là khối lượng NFRCS theo thời gian thực ở độ ẩm tương đối (RH) nhất định.
Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng cách sử dụng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi làm rỗng mẫu ở 25 °C trong 10 giờ (< 7 × 10–3 Torr). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng cách sử dụng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi làm rỗng mẫu ở 25 °C trong 10 giờ (< 7 × 10–3 Torr). Bạn có thể sử dụng một khoản tiền để có được một khoản tiền nhất định để có được một khoản vay phù hợp với bạn после опорожнения образцов 25 °С в течение 10 ч (< 7 × 10–3 Торр). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng cách sử dụng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi mẫu được làm rỗng ở 25°C trong 10 giờ (< 7 × 10–3 Torr).在25°C 清空样品10 小时（< 7 × 10-3 Torr)后,使用液氮的氮吸附实验估计总表面积。khoảng 25°C Bạn có thể sử dụng tài khoản của mình để có được một khoản vay phù hợp với bạn азотом после опорожнения образцов ở mức 10 đến 25°C (< 7 × 10-3 nhiệt độ). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng các thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi mẫu được đổ ra trong 10 giờ ở 25°C (< 7 x 10-3 torr).Tổng diện tích bề mặt, thể tích lỗ rỗng và kích thước lỗ rỗng NFRCS được xác định bằng máy Quantachrome từ NOVA 1000e, Áo sử dụng phần mềm RS 232.
Chuẩn bị 5% hồng cầu (dung dịch muối làm chất pha loãng) từ máu toàn phần. Sau đó chuyển một phần nhỏ HFFC (0,25 ml) vào đĩa 96 giếng và khối lượng hồng cầu 5% (0,1 ml). Ủ hỗn hợp ở 37°C trong 40 phút. Một hỗn hợp hồng cầu và huyết thanh được coi là đối chứng dương tính và hỗn hợp hồng cầu và nước muối được coi là đối chứng âm tính. Sự ngưng kết hồng cầu được xác định theo thang Stajitzky. Các thang được đề xuất như sau: + + + + các tập hợp hạt dày đặc; + + + các miếng đệm đáy nhẵn có các cạnh cong; + + các miếng đệm đáy nhẵn có các cạnh bị rách; + các vòng đỏ hẹp xung quanh các cạnh của các miếng đệm trơn; – (âm tính) nút đỏ riêng biệt 12 ở giữa giếng dưới.
Tính tương hợp máu của NFRCS được nghiên cứu theo phương pháp của Tổ chức Tiêu chuẩn hóa Quốc tế (ISO) (ISO10993-4, 1999)26,27. Phương pháp phân tích trọng lượng do Singh và cộng sự mô tả. Một số sửa đổi nhỏ đã được thực hiện để đánh giá sự hình thành huyết khối khi có mặt hoặc trên bề mặt của NFRCS. 500 mg Cs, Ch NFRCS và Cp NFRCS được ủ trong dung dịch đệm phosphat (PBS) trong 24 giờ ở 37°C. Sau 24 giờ, PBS được loại bỏ và NFRCS được xử lý bằng 2 ml máu có chứa 3,8% natri citrat. Trên bề mặt của NFRCS, thêm 0,04 ml CaCl2 0,1 M vào các mẫu đã ủ. Sau 45 phút, thêm 5 ml nước cất để dừng đông tụ. Máu đông tụ trên bề mặt NFRK được xử lý bằng dung dịch formaldehyde 36-38%. Các cục máu đông cố định bằng formaldehyde được sấy khô và cân. Tỷ lệ huyết khối được ước tính bằng cách tính trọng lượng của ly không có máu và mẫu (kiểm soát âm tính) và ly có máu (kiểm soát dương tính).
Để xác nhận ban đầu, các mẫu được quan sát dưới kính hiển vi quang học để hiểu khả năng của lớp phủ bề mặt HFFC, Ct kết nối và mạng lưới Ct để tạo thành các lỗ. Các phần mỏng của Ch và Cp từ NFRCS được cắt bằng lưỡi dao mổ. Phần thu được được đặt trên một phiến kính, phủ một lớp phủ và các cạnh được cố định bằng keo. Các phiến kính đã chuẩn bị được quan sát dưới kính hiển vi quang học và các bức ảnh được chụp ở các độ phóng đại khác nhau.
Sự lắng đọng polyme trong mạng lưới Ct được hình dung bằng kính hiển vi huỳnh quang dựa trên phương pháp được Rice và cộng sự mô tả29. Thành phần HFFC được sử dụng cho công thức này được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (rau dền), và NFRCS (Ch & Cp) được chuẩn bị theo phương pháp đã đề cập trước đó. Thành phần HFFC được sử dụng cho công thức này được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (rau dền), và NFRCS (Ch & Cp) được chuẩn bị theo phương pháp đã đề cập trước đó.Thành phần HFFC được sử dụng để tạo công thức được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (rau dền) và NFRCS (Ch và Cp) thu được theo phương pháp đã đề cập trước đó.将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合,并按照前面提到的方法制备NFRCS（Ch & Cp）。将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合,并按照前面提到的方法制备NFRCS（Ch & Cp）。Thành phần HFFC được sử dụng trong công thức này được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (Amaranth) và nhận được NFRCS (Ch và Cp), như đã đề cập trước đó.Các phần mỏng của NFRK được cắt từ các mẫu thu được, đặt trên các phiến kính và phủ bằng các tấm phủ. Quan sát các phiến kính đã chuẩn bị dưới kính hiển vi huỳnh quang bằng bộ lọc màu xanh lá cây (310-380 nm). Hình ảnh được chụp ở độ phóng đại 4x để hiểu mối quan hệ Ct và sự lắng đọng polyme dư thừa trong mạng lưới Ct.
Địa hình bề mặt của NFRCS Ch và Cp được xác định bằng kính hiển vi lực nguyên tử (AFM) với thanh TESP cực sắc nét ở chế độ gõ: 42 N/m, 320 kHz, ROC 2-5 nm, Bruker, Đài Loan. Độ nhám bề mặt được xác định bằng bình phương trung bình căn bậc hai (RMS) bằng phần mềm (Scanning Probe Image Processor). Nhiều vị trí NFRCS khác nhau được hiển thị trên hình ảnh 3D để kiểm tra tính đồng nhất của bề mặt. Độ lệch chuẩn của điểm số cho một khu vực nhất định được xác định là độ nhám bề mặt. Phương trình RMS được sử dụng để định lượng độ nhám bề mặt của NFRCS31.
Các nghiên cứu dựa trên FESEM đã được thực hiện bằng cách sử dụng FESEM, SU8000, HI-0876-0003, Hitachi, Tokyo, để hiểu hình thái bề mặt của Ch NFRCS và Cp NFRCS, cho thấy BCT tốt hơn so với Cm NFRCS. Nghiên cứu FESEM đã được thực hiện theo phương pháp được mô tả bởi Zhao và cộng sự. 32 với những sửa đổi nhỏ. NFRCS 20 đến 30 mg Ch NFRCS và Cp NFRCS được trộn trước với 20 µl natri citrat 3,8% trộn trước với máu chuột. 20 μl CaCl2 0,2 ​​M được thêm vào các mẫu máu đã xử lý để bắt đầu quá trình đông tụ và các mẫu được ủ ở nhiệt độ phòng trong 10 phút. Ngoài ra, các tế bào hồng cầu dư thừa đã được loại bỏ khỏi bề mặt NFRCS bằng cách rửa bằng nước muối.
Các mẫu tiếp theo được xử lý bằng 0,1% glutaraldehyde và sau đó sấy khô trong lò khí nóng ở 37°C để loại bỏ độ ẩm. Các mẫu khô được phủ và phân tích 32 . Các hình ảnh khác thu được trong quá trình phân tích là sự hình thành cục máu đông trên bề mặt của từng sợi bông, lắng đọng polyme giữa Ct, hình thái hồng cầu (hình dạng), tính toàn vẹn của cục máu đông và hình thái hồng cầu khi có NFRCS. Các vùng NFRCS chưa xử lý và các vùng NFRCS đã xử lý Ch và Cp ủ với máu được quét các ion nguyên tố (natri, kali, nitơ, canxi, magiê, kẽm, đồng và selen) 33. So sánh phần trăm ion nguyên tố giữa các mẫu đã xử lý và chưa xử lý để hiểu sự tích tụ ion nguyên tố trong quá trình hình thành cục máu đông và tính đồng nhất của cục máu đông.
Độ dày của lớp phủ bề mặt Cp HFFC trên bề mặt Ct được xác định bằng FESEM. Các mặt cắt ngang của Cp NFRCS được cắt ra khỏi khung và phủ bằng phương pháp phun. Các mẫu lớp phủ phun thu được được quan sát bằng FESEM và độ dày của lớp phủ bề mặt được đo 34, 35, 36.
X-quang micro-CT cung cấp hình ảnh 3D không phá hủy có độ phân giải cao và cho phép bạn nghiên cứu sự sắp xếp cấu trúc bên trong của NFRK. Micro-CT sử dụng chùm tia X đi qua mẫu để ghi lại hệ số suy giảm tuyến tính cục bộ của tia X trong mẫu, giúp thu được thông tin hình thái. Vị trí bên trong của Ct trong Cp NFRCS và Cp NFRCS được xử lý bằng máu đã được kiểm tra bằng micro-CT để hiểu hiệu quả hấp thụ và đông máu khi có NFRCS37,38,39. Cấu trúc 3D của các mẫu Cp NFRCS được xử lý bằng máu và không được xử lý đã được tái tạo bằng micro-CT (V|tome|x S240, Phoenix, Đức). Sử dụng phần mềm VG STUDIO-MAX phiên bản 2.2, một số hình ảnh X-quang đã được chụp từ các góc khác nhau (lý tưởng nhất là phạm vi phủ sóng 360°) để phát triển hình ảnh 3D cho NFRCS. Dữ liệu chiếu đã thu thập được đã được tái tạo thành hình ảnh thể tích 3D bằng phần mềm 3D ScanIP Academic đơn giản tương ứng.
Ngoài ra, để hiểu được sự phân bố của cục máu đông, 20 µl máu citrat trộn sẵn và 20 µl CaCl2 0,2 ​​M đã được thêm vào NFRCS để bắt đầu quá trình đông máu. Các mẫu đã chuẩn bị được để đông lại. Bề mặt NFRK được xử lý bằng 0,5% glutaraldehyde và sấy khô trong lò không khí nóng ở nhiệt độ 30–40°C trong 30 phút. Cục máu đông hình thành trên NFRCS đã được quét, tái tạo và hình ảnh 3D của cục máu đông đã được hình dung.
Các xét nghiệm kháng khuẩn được thực hiện trên Cp NFRCS (tốt nhất khi so sánh với Ch NFRCS) bằng phương pháp đã mô tả trước đó với một số sửa đổi nhỏ. Hoạt tính kháng khuẩn của Cp NFRCS và Cp HFFC được xác định bằng cách sử dụng ba loại vi sinh vật thử nghiệm khác nhau [S.aureus (vi khuẩn gram dương), E.coli (vi khuẩn gram âm) và Candida trắng (C.albicans)] phát triển trên thạch trong đĩa Petri trong tủ ấm. Cấy đều 50 ml hỗn dịch nuôi cấy vi khuẩn đã pha loãng ở nồng độ 105-106 CFU ml-1 vào môi trường thạch. Đổ môi trường vào đĩa Petri và để đông lại. Tạo các giếng trên bề mặt đĩa thạch để đổ đầy HFFC (3 giếng cho HFFC và 1 giếng cho đối chứng âm tính). Thêm 200 µl HFFC vào 3 giếng và 200 µl PBS pH 7,4 vào giếng thứ 4. Ở mặt bên kia của đĩa petri, đặt một đĩa Cp NFRCS 12 mm lên thạch đông đặc và làm ẩm bằng PBS (pH 7,4). Viên nén ciprofloxacin, ampicillin và fluconazole được coi là chuẩn tham chiếu cho Staphylococcus aureus, Escherichia coli và Candida albicans. Đo vùng ức chế thủ công và chụp ảnh kỹ thuật số vùng ức chế.
Sau khi được chấp thuận về mặt đạo đức của tổ chức, nghiên cứu đã được tiến hành tại Cao đẳng Y khoa Kasturba về Giáo dục và Nghiên cứu ở Manipal, Karnataka, miền Nam Ấn Độ. Giao thức thử nghiệm TEG trong ống nghiệm đã được Ủy ban Đạo đức của Tổ chức thuộc Cao đẳng Y khoa Kasturba, Manipal, Karnataka (IEC: 674/2020) xem xét và chấp thuận. Đối tượng được tuyển dụng từ những người hiến máu tình nguyện (tuổi từ 18 đến 55) từ ngân hàng máu của bệnh viện. Ngoài ra, chúng tôi đã lấy mẫu đơn đồng ý tham gia nghiên cứu từ những người tình nguyện để lấy mẫu máu. TEG bản địa (N-TEG) ​​đã được sử dụng để nghiên cứu tác dụng của chế phẩm Cp HFFC lên toàn bộ máu được trộn sẵn với natri citrat. N-TEG được công nhận rộng rãi về vai trò của nó trong hồi sức tại chỗ, điều này gây ra nhiều vấn đề cho các bác sĩ lâm sàng do khả năng gây ra sự chậm trễ đáng kể về mặt lâm sàng trong kết quả (xét nghiệm đông máu thường quy). Phân tích N-TEG đã được thực hiện bằng cách sử dụng toàn bộ máu. Chúng tôi đã lấy sự đồng ý tham gia nghiên cứu và tiền sử bệnh án chi tiết từ tất cả những người tham gia. Nghiên cứu không bao gồm những người tham gia có biến chứng cầm máu hoặc huyết khối như mang thai/sau sinh hoặc bệnh gan. Những đối tượng dùng thuốc ảnh hưởng đến chuỗi đông máu cũng bị loại khỏi nghiên cứu. Các xét nghiệm cơ bản trong phòng thí nghiệm (hemoglobin, thời gian prothrombin, thromboplastin hoạt hóa và số lượng tiểu cầu) đã được thực hiện trên tất cả những người tham gia theo các quy trình tiêu chuẩn. N-TEG xác định độ nhớt đàn hồi của cục máu đông, cấu trúc cục máu đông ban đầu, tương tác của các hạt, sự tăng cường cục máu đông và sự tan cục máu đông. Phân tích N-TEG cung cấp dữ liệu đồ họa và số về các hiệu ứng tập thể của một số thành phần tế bào và huyết tương. Phân tích N-TEG đã được thực hiện trên hai thể tích khác nhau của Cp HFFC (10 µl và 50 µl). Kết quả là, 1 ml máu toàn phần có axit citric đã được thêm vào 10 μl Cp HFFC. Thêm 1 ml (Cp HFFC + máu citrat), 340 µl máu hỗn hợp vào 20 µl đĩa TEG chứa 0,2 M CaCl2. Sau đó, các đĩa TEG được nạp vào TEG® 5000, US để đo R, K, góc alpha, MA, G, CI, TPI, EPL, LY 30% mẫu máu khi có sự hiện diện của Cp HFFC41.
Giao thức nghiên cứu in vivo đã được Ủy ban đạo đức động vật của viện (IAEC), Trường Y khoa Kasturba, Viện giáo dục đại học Manipal, Manipal (IAEC/KMC/69/2020) xem xét và phê duyệt. Tất cả các thí nghiệm trên động vật đều được thực hiện theo các khuyến nghị của Ủy ban kiểm soát và giám sát thử nghiệm trên động vật (CPCSEA). Tất cả các nghiên cứu NFRCS in vivo (2 × 2 cm2) đều được thực hiện trên chuột Wistar cái (nặng từ 200 đến 250 g). Tất cả các động vật đều được thích nghi ở nhiệt độ 24-26°C, các động vật được tự do tiếp cận thức ăn và nước uống tiêu chuẩn ad libitum. Tất cả các động vật được chia ngẫu nhiên thành các nhóm khác nhau, mỗi nhóm bao gồm ba con vật. Tất cả các nghiên cứu đều được thực hiện theo Nghiên cứu trên động vật: Báo cáo về các thí nghiệm in vivo 43. Trước khi nghiên cứu, các con vật được gây mê bằng cách tiêm phúc mạc (ip) hỗn hợp 20-50 mg ketamine (trên 1 kg trọng lượng cơ thể) và 2-10 mg xylazine (trên 1 kg trọng lượng cơ thể). Sau khi nghiên cứu, thể tích chảy máu được tính bằng cách đánh giá sự khác biệt giữa trọng lượng ban đầu và trọng lượng cuối cùng của các mẫu, giá trị trung bình thu được từ ba lần thử nghiệm được coi là thể tích chảy máu của mẫu.
Mô hình cắt cụt đuôi chuột được triển khai để hiểu tiềm năng của NFRCS trong việc điều chỉnh chảy máu trong chấn thương, chiến đấu hoặc tai nạn giao thông (mô hình chấn thương). Cắt 50% đuôi bằng lưỡi dao mổ và đặt trong không khí trong 15 giây để đảm bảo chảy máu bình thường. Ngoài ra, các mẫu thử nghiệm được đặt trên đuôi chuột bằng cách tác dụng áp lực (Ct, Cs, Ch NFRCS và Cp NFRCS). Chảy máu và PCT đã được báo cáo cho các mẫu thử nghiệm (n ​​= 3)17,45.
Hiệu quả của kiểm soát áp lực NFRCS trong chiến đấu đã được nghiên cứu trên mô hình động mạch đùi nông. Động mạch đùi được phơi bày, chọc thủng bằng trocar 24G và chảy máu trong vòng 15 giây. Sau khi quan sát thấy chảy máu không kiểm soát được, mẫu thử được đặt tại vị trí chọc thủng với áp lực được áp dụng. Ngay sau khi áp dụng mẫu thử, thời gian đông máu được ghi lại và hiệu quả cầm máu được quan sát trong 5 phút tiếp theo. Quy trình tương tự được lặp lại với Cs và Ct46.
Dowling và cộng sự đã đề xuất một mô hình chấn thương gan để đánh giá tiềm năng cầm máu của các vật liệu cầm máu trong bối cảnh chảy máu trong khi phẫu thuật. BCT đã được ghi lại đối với các mẫu Ct (kiểm soát âm tính), khung Cs (kiểm soát dương tính), các mẫu Ch NFRCS và các mẫu Cp NFRCS. Tĩnh mạch chủ trên gan của chuột được bộc lộ bằng cách thực hiện phẫu thuật nội soi ổ bụng ở giữa. Sau đó, phần xa của thùy trái được cắt ra bằng kéo. Rạch một đường trên gan bằng lưỡi dao mổ và để chảy máu trong vài giây. Các mẫu thử nghiệm Ch NFRCS và Cp NFRCS được cân chính xác đã được đặt trên bề mặt bị tổn thương mà không có bất kỳ áp lực dương nào và BCT đã được ghi lại. Sau đó, nhóm đối chứng (Ct) đã tạo áp lực tiếp theo là Cs 30 s47 mà không làm vỡ vết thương.
Các xét nghiệm chữa lành vết thương in vivo đã được thực hiện bằng cách sử dụng mô hình vết thương cắt bỏ để đánh giá các đặc tính chữa lành vết thương của NFRCS dựa trên polyme đã phát triển. Các mô hình vết thương cắt bỏ đã được lựa chọn và thực hiện theo các phương pháp đã công bố trước đó với những sửa đổi nhỏ19,32,48. Tất cả các động vật đã được gây mê như đã mô tả trước đây. Sử dụng một cú đấm sinh thiết (12 mm) để rạch một đường tròn sâu trên da lưng. Các vị trí vết thương đã chuẩn bị được băng lại bằng Cs (đối chứng dương tính), Ct (nhận ra rằng miếng bông cản trở quá trình lành vết thương), Ch NFRCS và Cp NFRCS (nhóm thử nghiệm) và đối chứng âm tính mà không cần bất kỳ phương pháp điều trị nào. Vào mỗi ngày của nghiên cứu, diện tích vết thương được đo ở tất cả các con chuột. Sử dụng máy ảnh kỹ thuật số để chụp ảnh vùng vết thương và băng lại. Tỷ lệ đóng vết thương được đo theo công thức sau:
Dựa trên tỷ lệ đóng vết thương vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da chuột của nhóm tốt nhất đã được cắt bỏ ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) và được nghiên cứu bằng phương pháp nhuộm H&E và nhuộm ba màu Masson. Dựa trên tỷ lệ đóng vết thương vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da chuột của nhóm tốt nhất đã được cắt bỏ ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) và được nghiên cứu bằng phương pháp nhuộm H&E và nhuộm ba màu Masson.Dựa trên tỷ lệ đóng vết thương vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da của nhóm chuột tốt nhất ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) được cắt bỏ và kiểm tra bằng cách nhuộm hematoxylin-eosin và Masson trichrome.根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)的大鼠皮肤,进行H&E染色和眳组）Chuột trong nhóm tốt nhất ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) được cắt bỏ để nhuộm hematoxylin-eosin và nhuộm Masson trichrome dựa trên tỷ lệ vết thương khép lại vào ngày 12 của nghiên cứu.Quy trình nhuộm được thực hiện theo các phương pháp đã mô tả trước đó49,50. Tóm lại, sau khi cố định trong formalin 10%, các mẫu được khử nước bằng một loạt các loại cồn được phân loại. Sử dụng máy cắt vi phẫu để lấy các lát mỏng (dày 5 µm) của mô cắt bỏ. Các lát mỏng nối tiếp của nhóm đối chứng và Cp NFRCS được xử lý bằng hematoxylin và eosin để nghiên cứu các thay đổi về mặt mô học. Thuốc nhuộm Masson trichrome được sử dụng để phát hiện sự hình thành các sợi collagen. Các kết quả thu được đã được các nhà nghiên cứu bệnh học nghiên cứu một cách mù quáng.
Độ ổn định của mẫu Cp NFRCS đã được nghiên cứu ở nhiệt độ phòng (25°C ± 2°C/60% RH ± 5%) trong 12 tháng51. Cp NFRCS (bề mặt đổi màu và sự phát triển của vi khuẩn) đã được kiểm tra và thử nghiệm bằng mắt thường về khả năng chống mài mòn nếp gấp và BCT theo các phương pháp nêu trong phần Vật liệu và Phương pháp ở trên.
Khả năng mở rộng và khả năng tái tạo của Cp NFRCS đã được kiểm tra bằng cách chuẩn bị Cp NFRCS có kích thước 15×15 cm2. Ngoài ra, 30 mg mẫu (n = 5) đã được cắt ra từ các phân đoạn Cp NFRCS khác nhau và BCT của các mẫu được nghiên cứu đã được đánh giá như đã mô tả trước đó trong phần Phương pháp.
Chúng tôi đã cố gắng phát triển nhiều hình dạng và cấu trúc khác nhau bằng cách sử dụng các thành phần Cp NFRCS cho nhiều ứng dụng y sinh khác nhau. Các hình dạng hoặc cấu hình như vậy bao gồm tăm bông hình nón để lấy máu mũi, thủ thuật nha khoa và tăm bông hình trụ để lấy máu âm đạo.
Tất cả các tập dữ liệu được thể hiện dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn và được phân tích bằng ANOVA sử dụng Prism 5.03 (GraphPad, San Diego, CA, Hoa Kỳ) tiếp theo là kiểm định so sánh bội Bonferroni (*p < 0,05).
Tất cả các quy trình thực hiện trong các nghiên cứu trên người đều tuân thủ các tiêu chuẩn của Viện và Hội đồng Nghiên cứu Quốc gia, cũng như Tuyên bố Helsinki năm 1964 và các sửa đổi sau đó hoặc các tiêu chuẩn đạo đức tương tự. Tất cả những người tham gia đều được thông báo về các tính năng của nghiên cứu và bản chất tự nguyện của nó. Dữ liệu của người tham gia vẫn được bảo mật sau khi thu thập. Giao thức thử nghiệm TEG trong ống nghiệm đã được Ủy ban Đạo đức của Trường Cao đẳng Y khoa Kasturba, Manipal, Karnataka xem xét và phê duyệt (IEC: 674/2020). Những người tình nguyện đã ký vào bản đồng ý có thông tin để thu thập mẫu máu.
Tất cả các quy trình thực hiện trong các nghiên cứu trên động vật đều được thực hiện theo Khoa Y Kastuba, Viện Giáo dục Đại học Manipal, Manipal (IAEC/KMC/69/2020). Tất cả các thí nghiệm trên động vật được thiết kế đều được tiến hành theo hướng dẫn của Ủy ban Kiểm soát và Giám sát Thí nghiệm trên Động vật (CPCSEA). Tất cả các tác giả đều tuân theo hướng dẫn ARRIVE.
Phổ FTIR của tất cả NFRCS đã được phân tích và so sánh với phổ chitosan thể hiện trong Hình 2A. Các đỉnh phổ đặc trưng của chitosan (được ghi lại) ở 3437 cm-1 (kéo dài OH và NH, chồng chéo), 2945 và 2897 cm-1 (kéo dài CH), 1660 cm-1 (biến dạng NH2), 1589 cm-1 (uốn cong N–H), 1157 cm-1 (kéo dài cầu nối O-), 1067 cm-1 (kéo dài C–O, hydroxyl bậc hai), 993 cm-1 (kéo dài CO, Bo-OH) 52,53,54. Bảng bổ sung S1 hiển thị các giá trị phổ hấp thụ FTIR NFRCS cho chitosan (báo cáo), chitosan tinh khiết, Cm, Ch và Cp. Phổ FTIR của tất cả NFRCS (Cm, Ch và Cp) cho thấy các dải hấp thụ đặc trưng giống như chitosan nguyên chất mà không có bất kỳ thay đổi đáng kể nào (Hình 2A). Kết quả FTIR xác nhận không có tương tác hóa học hoặc vật lý giữa các polyme được sử dụng để phát triển NFRCS, cho thấy các polyme được sử dụng là trơ.
Đặc tính in vitro của Cm NFRCS, Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs. (A) biểu diễn phổ FTIR kết hợp của các thành phần chitosan và Cm NFRCS, Ch NFRCS và Cp NFRCS khi nén. (B) a) Tỷ lệ hấp thụ máu toàn phần của NFRCS Cm, Ch, Cp và Cg (n = 3); Các mẫu Ct cho thấy BAR cao hơn vì tăm bông có hiệu quả hấp thụ cao hơn; b) Máu sau khi hấp thụ máu Minh họa mẫu hấp thụ. Biểu diễn đồ họa BCT của mẫu thử C (Cp NFRCS có BCT tốt nhất (15 giây, n = 3)). Dữ liệu trong C, D, E và G được hiển thị dưới dạng trung bình ± SD và thanh lỗi biểu thị SD, ***p < 0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được hiển thị dưới dạng trung bình ± SD và thanh lỗi biểu thị SD, ***p < 0,0001. Данные в C, D, E и G представлены как среднее ± стандартное отклонение, а планки погрешностей представляют стандартное отклонение, ***p <0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được trình bày dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn và thanh lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p < 0,0001. C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD,误差线代表SD,***p < 0,0001。 C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD,误差线代表SD,***p < 0,0001。 Данные в C, D, E и G показаны как среднее значение ± стандартное отклонение, планки погрешностей представляют стандартное отклонение, *** p <0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được hiển thị dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn, thanh lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p < 0,0001.