Cảm ơn bạn đã ghé thăm Nature.com. Phiên bản trình duyệt bạn đang sử dụng có hỗ trợ CSS hạn chế. Để có trải nghiệm tốt nhất, chúng tôi khuyên bạn nên sử dụng trình duyệt được cập nhật (hoặc tắt Chế độ tương thích trong Internet Explorer). Trong thời gian chờ đợi, để đảm bảo hỗ trợ liên tục, chúng tôi sẽ hiển thị trang web mà không có kiểu dáng và JavaScript.
Chảy máu không kiểm soát là một trong những nguyên nhân hàng đầu gây tử vong. Việc cầm máu nhanh chóng đảm bảo sự sống còn của người bị thương như một biện pháp sơ cứu trong chiến đấu, tai nạn giao thông và các hoạt động giảm thiểu thương vong. Khung composite gia cường sợi xốp nano (NFRCS) được tạo ra từ một hợp chất tạo màng cầm máu đơn giản (HFFC) với pha liên tục có thể kích hoạt và tăng cường quá trình cầm máu. Sự phát triển của NFRCS dựa trên thiết kế cánh chuồn chuồn. Cấu trúc cánh chuồn chuồn bao gồm các cánh ngang và cánh dọc, và các màng cánh được kết nối với nhau để duy trì tính toàn vẹn của cấu trúc vi mô. HFFC phủ đều bề mặt sợi bằng một lớp màng có độ dày nanomet và kết nối các sợi bông có độ dày phân bố ngẫu nhiên (Ct) (pha phân tán) để tạo thành cấu trúc xốp nano. Sự kết hợp giữa pha liên tục và pha phân tán giúp giảm chi phí sản phẩm xuống mười lần so với các sản phẩm thương mại hiện có. NFRCS được cải tiến (dạng tampon hoặc băng đeo cổ tay) có thể được sử dụng trong nhiều ứng dụng y sinh khác nhau. Các nghiên cứu trên động vật sống đã kết luận rằng Cp NFRCS được phát triển có khả năng kích hoạt và tăng cường quá trình đông máu tại vị trí ứng dụng. NFRCS có thể điều chỉnh môi trường vi mô và tác động ở cấp độ tế bào nhờ cấu trúc xốp nano của nó, dẫn đến quá trình lành vết thương tốt hơn trong mô hình vết thương cắt bỏ.
Chảy máu không kiểm soát trong chiến đấu, phẫu thuật và các tình huống cấp cứu có thể gây nguy hiểm nghiêm trọng đến tính mạng của người bị thương¹. Những điều kiện này còn dẫn đến sự gia tăng tổng thể sức cản mạch ngoại biên, gây ra sốc xuất huyết. Các biện pháp thích hợp để kiểm soát chảy máu trong và sau phẫu thuật được coi là có khả năng đe dọa đến tính mạng^2,3. Tổn thương các mạch máu lớn dẫn đến mất máu ồ ạt, dẫn đến tỷ lệ tử vong ≤ 50% trong chiến đấu và 31% trong phẫu thuật¹. Mất máu ồ ạt dẫn đến giảm thể tích cơ thể, làm giảm cung lượng tim. Sự gia tăng tổng sức cản mạch ngoại biên và sự suy giảm dần dần của vi tuần hoàn dẫn đến thiếu oxy ở các cơ quan duy trì sự sống. Sốc xuất huyết có thể xảy ra nếu tình trạng này tiếp diễn mà không có sự can thiệp hiệu quả^1,4,5. Các biến chứng khác bao gồm sự tiến triển của hạ thân nhiệt và nhiễm toan chuyển hóa, cũng như rối loạn đông máu cản trở quá trình đông máu. Sốc xuất huyết nặng có liên quan đến nguy cơ tử vong cao hơn^6,7,8. Trong sốc độ III (tiến triển), truyền máu là cần thiết để bệnh nhân sống sót trong quá trình phẫu thuật và hậu phẫu, giảm tỷ lệ mắc bệnh và tử vong. Để khắc phục tất cả các tình huống đe dọa tính mạng nêu trên, chúng tôi đã phát triển một khung composite gia cường bằng sợi xốp nano (NFRCS) sử dụng nồng độ polymer tối thiểu (0,5%) bằng cách kết hợp các polymer cầm máu hòa tan trong nước.
Nhờ sử dụng sợi gia cường, các sản phẩm tiết kiệm chi phí có thể được phát triển. Các sợi được sắp xếp ngẫu nhiên giống với cấu trúc cánh chuồn chuồn, được cân bằng bởi các sọc ngang và dọc trên cánh. Các gân ngang và dọc của cánh thông với màng cánh (Hình 1). NFRCS bao gồm Ct được gia cường như một hệ thống khung với độ bền vật lý và cơ học tốt hơn (Hình 1). Do giá cả phải chăng và tính tiện dụng, các bác sĩ phẫu thuật thích sử dụng chỉ khâu cotton (Ct) trong các ca phẫu thuật và băng bó vết thương. Do đó, xét đến nhiều lợi ích của nó, bao gồm > 90% cellulose tinh thể (giúp tăng cường hoạt động cầm máu), Ct đã được sử dụng làm hệ khung của NFRCS9,10. Do đó, xét đến nhiều lợi ích của nó, bao gồm > 90% cellulose tinh thể (giúp tăng cường hoạt động cầm máu), Ct đã được sử dụng làm hệ khung của NFRCS9,10. Следовательно, учитывая его многочисленные преимущества, в том числе > 90% số tiền bảo hiểm (участвует в повышении гемостатической активности), Ct использовали в качестве скелетной системы NFRCS9,10. Do đó, nhờ nhiều lợi ích của nó, bao gồm >90% cellulose tinh thể (tham gia vào hoạt động cầm máu tăng cường), Ct đã được sử dụng làm hệ thống khung xương NFRCS9,10.90% 的结晶纤维素（有助于增强止血活性）,Ct 被用作NFRCS9,10骨架系统。90%Do đó, nhờ nhiều lợi ích của nó, bao gồm hơn 90% cellulose tinh thể (giúp tăng cường hoạt động cầm máu), Ct đã được sử dụng làm khung đỡ cho NFRCS9,10.Ct được phủ một lớp bề mặt (quan sát thấy sự hình thành màng mỏng nano) và liên kết với một hỗn hợp tạo màng cầm máu (HFFC). HFFC hoạt động như một matrigel, giữ các Ct được đặt ngẫu nhiên lại với nhau. Thiết kế được phát triển truyền tải ứng suất trong pha phân tán (sợi gia cường). Việc thu được các cấu trúc xốp nano có độ bền cơ học tốt bằng cách sử dụng nồng độ polymer tối thiểu là rất khó. Ngoài ra, việc tùy chỉnh các khuôn khác nhau cho các ứng dụng y sinh khác nhau cũng không dễ dàng.
Hình vẽ thể hiện sơ đồ thiết kế NFRCS dựa trên cấu trúc cánh chuồn chuồn (A). Hình ảnh này cho thấy sự tương đồng về cấu trúc cánh của chuồn chuồn (các gân giao nhau và gân dọc của cánh được kết nối với nhau) và ảnh hiển vi mặt cắt ngang của Cp NFRCS (B). Biểu diễn sơ đồ của NFRCS.
NFRC được phát triển bằng cách sử dụng HFFC làm pha liên tục để giải quyết những hạn chế nêu trên. HFFC bao gồm nhiều polyme cầm máu tạo màng khác nhau, bao gồm chitosan (là polyme cầm máu chính) cùng với methylcellulose (MC), hydroxypropyl methylcellulose (HPMC 50 cp) và polyvinyl alcohol (PVA) (125 kDa) làm polyme hỗ trợ thúc đẩy sự hình thành huyết khối. Việc bổ sung polyvinylpyrrolidine K30 (PVP K30) đã cải thiện khả năng hấp thụ độ ẩm của NFRC. Polyethylene glycol 400 (PEG 400) được thêm vào để cải thiện sự liên kết chéo của polyme trong hỗn hợp polyme liên kết. Ba thành phần cầm máu HFFC khác nhau (Cm HFFC, Ch HFFC và Cp HFFC), cụ thể là chitosan với MC (Cm), chitosan với HPMC (Ch) và chitosan với PVA (Cp), đã được áp dụng cho Ct. Nhiều nghiên cứu đặc tính trong ống nghiệm và trên động vật đã xác nhận hoạt tính cầm máu và làm lành vết thương của NFRCS. Vật liệu composite do NFRCS cung cấp có thể được sử dụng để tùy chỉnh nhiều dạng khung đỡ khác nhau nhằm đáp ứng các nhu cầu cụ thể.
Ngoài ra, NFRCS có thể được điều chỉnh thành băng hoặc cuộn để che phủ toàn bộ vùng bị thương ở chi dưới và các bộ phận khác của cơ thể. Đặc biệt đối với các vết thương ở chi do chiến đấu, thiết kế NFRCS có thể được thay đổi thành nửa cánh tay hoặc toàn bộ chân (Hình bổ sung S11). NFRCS có thể được làm thành băng đeo cổ tay bằng keo dán mô, có thể được sử dụng để cầm máu các vết thương nghiêm trọng ở cổ tay do tự tử. Mục tiêu chính của chúng tôi là phát triển một loại NFRCS với lượng polymer ít nhất có thể, có thể được cung cấp cho một lượng lớn người dân (dưới mức nghèo) và có thể được đặt trong bộ sơ cứu. Với thiết kế đơn giản, hiệu quả và tiết kiệm, NFRCS mang lại lợi ích cho cộng đồng địa phương và có thể tạo ra tác động toàn cầu.
Chitosan (khối lượng phân tử 80 kDa) và amaranth được mua từ Merck, Ấn Độ. Hydroxypropyl methylcellulose 50 Cp, polyethylene glycol 400 và methylcellulose được mua từ Loba Chemie Pvt. LLC, Mumbai. Polyvinyl alcohol (khối lượng phân tử 125 kDa) (thủy phân 87-90%) được mua từ National Chemicals, Gujarat. Polyvinylpyrrolidine K30 được mua từ Molychem, Mumbai, tăm bông vô trùng được mua từ Ramaraju Surgery Cotton Mills Ltd., Tamil Nadu, với nước Milli Q (hệ thống lọc nước Direct-Q3, Merck, Ấn Độ) làm chất dẫn.
NFRCS được phát triển bằng phương pháp đông khô11,12. Tất cả các thành phần HFFC (Bảng 1) được chuẩn bị bằng máy khuấy cơ học. Chuẩn bị dung dịch chitosan 0,5% bằng cách sử dụng axit axetic 1% trong nước và khuấy liên tục ở tốc độ 800 vòng/phút trên máy khuấy cơ học. Thêm chính xác khối lượng polyme đã nạp được chỉ ra trong Bảng 1 vào dung dịch chitosan và khuấy cho đến khi thu được dung dịch polyme trong suốt. Thêm PVP K30 và PEG 400 vào hỗn hợp thu được với lượng được chỉ ra trong Bảng 1, và tiếp tục khuấy cho đến khi thu được dung dịch polyme nhớt trong suốt. Dung dịch polyme thu được được siêu âm trong 60 phút để loại bỏ các bọt khí bị mắc kẹt trong hỗn hợp polyme. Như thể hiện trong Hình bổ sung S1(b), Ct được phân bố đều trong mỗi giếng của đĩa 6 giếng (khuôn) được bổ sung 5 ml HFFC.
Đĩa sáu giếng được siêu âm trong 60 phút để đạt được độ thấm ướt và phân bố đồng đều HFFC trong mạng lưới Ct. Sau đó, làm đông lạnh đĩa sáu giếng ở -20°C trong 8-12 giờ. Các đĩa đông lạnh được sấy khô đông lạnh trong 48 giờ để thu được các công thức NFRCS khác nhau. Quy trình tương tự được sử dụng để sản xuất các hình dạng và cấu trúc khác nhau, chẳng hạn như tampon hoặc tampon hình trụ, hoặc bất kỳ hình dạng nào khác cho các ứng dụng khác nhau.
Cân chính xác chitosan (80 kDa) (3%) và hòa tan trong dung dịch axit axetic 1% bằng máy khuấy từ. Thêm 1% PEG 400 vào dung dịch chitosan thu được và khuấy trong 30 phút. Đổ dung dịch thu được vào hộp vuông hoặc chữ nhật và đông lạnh ở -80°C trong 12 giờ. Các mẫu đông lạnh được sấy thăng hoa trong 48 giờ để thu được Cs13 xốp.
Mẫu NFRCS được phát triển đã được tiến hành các thí nghiệm sử dụng quang phổ hồng ngoại biến đổi Fourier (FTIR) (Shimadzu 8400 s FTIR, Tokyo, Nhật Bản) để xác nhận khả năng tương thích hóa học của chitosan với các polyme khác14,15. Phổ FTIR (độ rộng của dải phổ từ 400 đến 4000 cm-1) của tất cả các mẫu thử nghiệm được thu được bằng cách thực hiện 32 lần quét.
Tỷ lệ hấp thụ máu (BAR) của tất cả các công thức được đánh giá bằng phương pháp được mô tả bởi Chen et al. 16 với một số sửa đổi nhỏ. Các NFRK được phát triển của tất cả các thành phần được sấy khô trong lò chân không ở 105°C qua đêm để loại bỏ dung môi còn sót lại. 30 mg NFRCS (khối lượng mẫu ban đầu – W0) và 30 mg Ct (mẫu đối chứng dương) được đặt trong các đĩa riêng biệt chứa hỗn hợp natri citrat 3,8%. Tại các khoảng thời gian định trước, tức là 5, 10, 20, 30, 40 và 60 giây, các NFRCS được lấy ra và bề mặt của chúng được làm sạch máu chưa hấp thụ bằng cách đặt các mẫu lên Ct trong 30 giây. Khối lượng máu cuối cùng được NFRCS 16 hấp thụ (W1) được xem xét tại mỗi thời điểm. Tính phần trăm BAR bằng công thức sau:
Thời gian đông máu (BCT) được xác định như báo cáo của Wang et al. 17. Thời gian cần thiết để máu toàn phần (máu chuột được trộn sẵn với 3,8% natri citrat) đông lại khi có mặt NFRCS được tính toán là BCT của mẫu thử. Các thành phần NFRCS khác nhau (30 mg) được đặt trong các lọ có nắp vặn 10 ml và ủ ở 37°C. Thêm 0,5 ml máu vào lọ và thêm 0,3 ml CaCl2 0,2 ​​M để kích hoạt quá trình đông máu. Cuối cùng, lật ngược lọ sau mỗi 15 giây (lên đến 180°) cho đến khi hình thành cục máu đông chắc chắn. BCT của mẫu được ước tính bằng số lần lật lọ17,18. Dựa trên BCT, hai thành phần tối ưu từ NFRCS Cm, Ch và Cp đã được chọn để nghiên cứu đặc tính tiếp theo.
BCT của các thành phần Ch NFRCS và Cp NFRCS được xác định bằng cách thực hiện phương pháp được mô tả bởi Li et al. 19. Đặt 15 x 15 mm2 Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs (mẫu đối chứng dương) vào các đĩa Petri riêng biệt (37 °C). Máu chứa 3,8% natri citrat được trộn với 0,2 M CaCl2 theo tỷ lệ thể tích 10:1 để bắt đầu quá trình đông máu. 20 µl hỗn hợp máu chuột 0,2 M CaCl2 được nhỏ lên bề mặt mẫu và đặt vào một đĩa Petri rỗng. Mẫu đối chứng là máu được đổ vào các đĩa Petri rỗng mà không có Ct. Ở các khoảng thời gian cố định 0, 3 và 5 phút, dừng quá trình đông máu bằng cách thêm 10 ml nước khử ion (DI) vào mẫu trong đĩa mà không làm xáo trộn cục máu đông. Các hồng cầu chưa đông (erythrocytes) sẽ bị tan máu khi có mặt nước khử ion và giải phóng hemoglobin. Nồng độ hemoglobin tại các thời điểm khác nhau (HA(t)) được đo ở bước sóng 540 nm (λmax của hemoglobin) bằng máy quang phổ UV-Vis. Độ hấp thụ tuyệt đối của hemoglobin (AH(0)) ở thời điểm 0 phút của 20 µl máu trong 10 ml nước khử ion được dùng làm chuẩn tham chiếu. Độ hấp thụ hemoglobin tương đối (RHA) của máu đông được tính toán từ tỷ lệ HA(t)/HA(0) bằng cách sử dụng cùng một lô máu.
Sử dụng máy phân tích kết cấu (Texture Pro CT V1.3 Build 15, Brookfield, USA), các đặc tính bám dính của NFRK với mô bị tổn thương đã được xác định. Ép một đĩa hình trụ không đáy vào mặt trong của da lợn (không có lớp mỡ). Các mẫu (Ch NFRCS và Cp NFRCS) được đưa vào khuôn hình trụ bằng ống thông để tạo độ bám dính với da lợn. Sau 3 phút ủ ở nhiệt độ phòng (RT) (25°C), độ bền bám dính của NFRCS được ghi lại với tốc độ không đổi là 0,5 mm/giây.
Đặc điểm chính của chất bịt kín vết thương phẫu thuật là tăng cường đông máu đồng thời giảm mất máu. Quá trình đông máu không mất máu trong NFRCS được đánh giá bằng phương pháp đã được công bố trước đây với một số sửa đổi nhỏ 19. Chuẩn bị một ống ly tâm nhỏ (2 ml) (đường kính trong 10 mm) với một lỗ 8 × 5 mm2 ở một bên của ống ly tâm (tượng trưng cho một vết thương hở). Sử dụng NFRCS để bịt kín lỗ và dùng băng dính để bịt kín các cạnh ngoài. Thêm 20 µl CaCl2 0,2 ​​M vào ống ly tâm nhỏ chứa hỗn hợp natri citrat 3,8%. Sau 10 phút, các ống ly tâm nhỏ được lấy ra khỏi đĩa và sự tăng khối lượng của đĩa được xác định do máu chảy ra từ NFRK (n = 3). Lượng máu mất Ch NFRCS và Cp NFRCS được so sánh với Cs.
Độ bền ướt của NFRCS được xác định dựa trên phương pháp được mô tả bởi Mishra và Chaudhary21 với một số sửa đổi nhỏ. Đặt NFRCS vào bình Erlenmeyer 100 ml với 50 ml nước và lắc trong 60 giây mà không tạo thành đỉnh. Kiểm tra trực quan và ưu tiên các mẫu về độ bền vật lý dựa trên quá trình thu thập.
Độ bền liên kết của HFFC với Ct đã được nghiên cứu bằng các phương pháp đã được công bố trước đây với một số sửa đổi nhỏ. Tính toàn vẹn của lớp phủ bề mặt được đánh giá bằng cách cho NFRK tiếp xúc với sóng âm (kích thích bên ngoài) khi có mặt nước milliQ (Ct). Các NFRCS Ch và Cp đã được phát triển được đặt trong cốc chứa đầy nước và được siêu âm trong 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 và 30 phút tương ứng. Sau khi sấy khô, phần trăm chênh lệch giữa trọng lượng ban đầu và trọng lượng cuối cùng của NFRCS được sử dụng để tính toán phần trăm mất vật liệu (HFFC). Thí nghiệm BCT trong ống nghiệm tiếp tục hỗ trợ độ bền liên kết hoặc sự mất vật liệu bề mặt. Hiệu quả của sự liên kết HFFC với Ct cung cấp khả năng đông máu và lớp phủ đàn hồi trên bề mặt Ct22.
Tính đồng nhất của NFRCS được phát triển được xác định bằng phương pháp BCT trên các mẫu (30 mg) lấy từ các vị trí ngẫu nhiên trên NFRCS. Thực hiện theo quy trình BCT đã đề cập trước đó để xác định sự phù hợp của NFRCS. Sự gần gũi giữa cả năm mẫu đảm bảo độ phủ bề mặt đồng đều và sự lắng đọng HFFC trong lưới Ct.
Diện tích tiếp xúc máu danh nghĩa (NBCA) được xác định như đã báo cáo trước đây với một số sửa đổi. Làm đông máu bằng cách kẹp 20 µl máu giữa hai bề mặt của Ct, Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs. Sau 1 giờ, hai phần của stent được tách ra và đo thủ công diện tích cục máu đông. Giá trị trung bình của ba lần lặp lại được coi là NBCA NFRCS19.
Phân tích hấp thụ hơi động (DVS) được sử dụng để đánh giá hiệu quả của NFRCS trong việc hấp thụ nước từ môi trường bên ngoài hoặc từ vị trí tổn thương gây ra quá trình đông máu. DVS đánh giá hoặc ghi lại lượng hơi hấp thụ và mất đi trong mẫu bằng phương pháp đo trọng lượng sử dụng cân siêu nhạy với độ phân giải khối lượng ±0,1 µg. Áp suất hơi riêng phần (độ ẩm tương đối) được tạo ra bởi bộ điều khiển lưu lượng khối điện tử xung quanh mẫu bằng cách trộn khí mang bão hòa và khí mang khô. Theo hướng dẫn của Dược điển Châu Âu, dựa trên tỷ lệ hấp thụ độ ẩm của các mẫu, các mẫu được phân loại thành 4 loại (0–0,012% w/w – không hút ẩm, 0,2–2% w/w hơi hút ẩm, 2–15% hút ẩm vừa phải và > 15% rất hút ẩm)23. Theo hướng dẫn của Dược điển Châu Âu, dựa trên tỷ lệ hấp thụ độ ẩm của các mẫu, các mẫu được phân loại thành 4 loại (0–0,012% w/w – không hút ẩm, 0,2–2% w/w hơi hút ẩm, 2–15% hút ẩm vừa phải và >15% rất hút ẩm)23.Theo khuyến nghị của Dược điển Châu Âu, tùy thuộc vào tỷ lệ hấp thụ độ ẩm của mẫu, các mẫu được chia thành 4 loại (0–0,012% w/w – không hút ẩm, 0,2–2% w/w – hơi hút ẩm, 2–15%).% умеренно гигроскопичен и > 15% очень гигроскопичен)23. % hút ẩm vừa phải và > 15% hút ẩm rất mạnh)23.0,2-2% w/w- 非吸湿性, 0,2-2% w/w 轻微吸湿性、2-15 % 适度吸湿，> 15% 非常吸湿）23。.吸湿 性 、 、 、 、 0,2-2% W/w 轻微 、 2-15% 适度 吸湿 ,> 15 % 非常吸湿）23。Theo khuyến nghị của Dược điển Châu Âu, các mẫu được chia thành 4 loại tùy thuộc vào tỷ lệ phần trăm độ ẩm mà mẫu hấp thụ (0-0,012% theo trọng lượng – không hút ẩm, 0,2-2% theo trọng lượng – hơi hút ẩm, 2-15% theo trọng lượng).% умеренно гигроскопичен, > 15 % очень гигроскопичен) 23. % hút ẩm vừa phải, > 15% hút ẩm rất mạnh) 23.Hiệu suất hút ẩm của NFCS X NFCS và TsN NFCS được xác định trên máy phân tích DVS TA TGA Q5000 SA. Trong quá trình này, thời gian chạy, độ ẩm tương đối (RH) và khối lượng mẫu thực tế ở 25°C24 đã được thu thập. Hàm lượng ẩm được tính toán bằng phương pháp phân tích khối lượng NFRCS chính xác sử dụng phương trình sau:
MC là độ ẩm NFRCS. m1 – trọng lượng khô của NSAID. m2 là khối lượng NFRCS thực tế tại một độ ẩm tương đối nhất định.
Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi làm rỗng các mẫu ở 25 °C trong 10 giờ (< 7 × 10–3 Torr). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi làm rỗng các mẫu ở 25 °C trong 10 giờ (< 7 × 10–3 Torr). Bạn có thể sử dụng một khoản tiền để có được một khoản tiền nhất định để có được một khoản vay phù hợp với bạn после опорожнения образцов 25 °С в течение 10 ч (< 7 × 10–3 Торр). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi các mẫu được làm rỗng ở 25°C trong 10 giờ (< 7 × 10–3 Torr).在25°C 清空样品10 小时（< 7 × 10-3 Torr)后,使用液氮的氮吸附实验估计总表面积。khoảng 25°C Bạn có thể sử dụng tài khoản của mình để có được một khoản vay phù hợp với bạn азотом после опорожнения образцов в nhiệt độ là 10 đến 25°C (< 7 × 10-3 nhiệt độ). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi các mẫu được làm rỗng trong 10 giờ ở 25°C (< 7 x 10-3 torr).Tổng diện tích bề mặt, thể tích lỗ rỗng và kích thước lỗ rỗng NFRCS được xác định bằng máy Quantachrome của NOVA 1000e, Áo, sử dụng phần mềm RS 232.
Chuẩn bị 5% hồng cầu (dung dịch muối sinh lý làm chất pha loãng) từ máu toàn phần. Sau đó, chuyển một lượng HFFC (0,25 ml) vào đĩa 96 giếng và 5% hồng cầu (0,1 ml). Ủ hỗn hợp ở 37°C trong 40 phút. Hỗn hợp hồng cầu và huyết thanh được coi là đối chứng dương, và hỗn hợp dung dịch muối sinh lý và hồng cầu được coi là đối chứng âm. Sự ngưng kết hồng cầu được xác định theo thang điểm Stajitzky. Thang điểm đề xuất như sau: + + + + các cụm hạt dày đặc; + + + các miếng đáy nhẵn có cạnh cong; + + các miếng đáy nhẵn có cạnh rách; + các vòng đỏ hẹp xung quanh các cạnh của các miếng đáy nhẵn; – (âm tính) nút đỏ riêng biệt 12 ở giữa giếng dưới.
Khả năng tương thích sinh học với máu của NFRCS được nghiên cứu theo phương pháp của Tổ chức Tiêu chuẩn hóa Quốc tế (ISO) (ISO10993-4, 1999)26,27. Phương pháp đo trọng lượng được mô tả bởi Singh et al. Một số sửa đổi nhỏ đã được thực hiện để đánh giá sự hình thành huyết khối khi có mặt hoặc trên bề mặt của NFRCS. 500 mg Cs, Ch NFRCS và Cp NFRCS được ủ trong dung dịch đệm phosphat (PBS) trong 24 giờ ở 37°C. Sau 24 giờ, PBS được loại bỏ và NFRCS được xử lý với 2 ml máu chứa 3,8% natri citrat. Trên bề mặt của NFRCS, thêm 0,04 ml CaCl2 0,1 M vào các mẫu đã ủ. Sau 45 phút, thêm 5 ml nước cất để ngừng đông máu. Máu đông trên bề mặt NFRK được xử lý bằng dung dịch formaldehyde 36-38%. Các cục máu đông được cố định bằng formaldehyde được làm khô và cân. Tỷ lệ huyết khối được ước tính bằng cách tính trọng lượng của cốc không có máu và mẫu (mẫu đối chứng âm) và cốc có máu (mẫu đối chứng dương).
Để xác nhận ban đầu, các mẫu được quan sát dưới kính hiển vi quang học để hiểu khả năng tạo lỗ xốp của lớp phủ bề mặt HFFC, các liên kết Ct và mạng lưới Ct. Các lát cắt mỏng của Ch và Cp từ NFRCS được cắt bằng dao mổ. Lát cắt thu được được đặt trên lam kính, phủ bằng kính che và cố định các cạnh bằng keo. Các lam kính đã chuẩn bị được quan sát dưới kính hiển vi quang học và chụp ảnh ở các độ phóng đại khác nhau.
Quá trình lắng đọng polyme trong mạng Ct được quan sát bằng kính hiển vi huỳnh quang dựa trên phương pháp được mô tả bởi Rice et al.29. Thành phần HFFC được sử dụng để pha chế được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (amaranth), và NFRCS (Ch & Cp) được điều chế theo phương pháp đã đề cập trước đó. Thành phần HFFC được sử dụng để pha chế được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (amaranth), và NFRCS (Ch & Cp) được điều chế theo phương pháp đã đề cập trước đó.Thành phần HFFC được sử dụng để pha chế được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (amaranth) và NFRCS (Ch và Cp) được thu được theo phương pháp đã đề cập trước đó.将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合,并按照前面提到的方法制备NFRCS（Ch & Cp）。将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合,并按照前面提到的方法制备NFRCS（Ch & Cp）。Thành phần HFFC được sử dụng trong công thức được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (Amaranth) và nhận được NFRCS (Ch và Cp), như đã đề cập trước đó.Các lát mỏng NFRK được cắt từ các mẫu thu được, đặt trên lam kính và phủ bằng kính che. Quan sát các lam kính đã chuẩn bị dưới kính hiển vi huỳnh quang sử dụng bộ lọc màu xanh lá cây (310-380 nm). Hình ảnh được chụp ở độ phóng đại 4x để hiểu mối quan hệ Ct và sự lắng đọng polymer dư thừa trong mạng lưới Ct.
Cấu trúc bề mặt của NFRCS Ch và Cp được xác định bằng kính hiển vi lực nguyên tử (AFM) với đầu dò TESP siêu sắc bén ở chế độ chạm: 42 N/m, 320 kHz, ROC 2-5 nm, Bruker, Đài Loan. Độ nhám bề mặt được xác định bằng giá trị trung bình bình phương (RMS) sử dụng phần mềm (Scanning Probe Image Processor). Nhiều vị trí NFRCS khác nhau được hiển thị trên ảnh 3D để kiểm tra tính đồng nhất của bề mặt. Độ lệch chuẩn của điểm số cho một khu vực nhất định được định nghĩa là độ nhám bề mặt. Phương trình RMS được sử dụng để định lượng độ nhám bề mặt của NFRCS31.
Các nghiên cứu dựa trên FESEM được thực hiện bằng FESEM, SU8000, HI-0876-0003, Hitachi, Tokyo, để hiểu hình thái bề mặt của Ch NFRCS và Cp NFRCS, cho thấy BCT tốt hơn so với Cm NFRCS. Nghiên cứu FESEM được thực hiện theo phương pháp được mô tả bởi Zhao et al. 32 với một số sửa đổi nhỏ. 20 đến 30 mg NFRCS Ch NFRCS và Cp NFRCS được trộn trước với 20 µl natri citrat 3,8% đã được trộn sẵn với máu chuột. 20 μl CaCl2 0,2 ​​M được thêm vào các mẫu đã xử lý máu để bắt đầu quá trình đông máu và các mẫu được ủ ở nhiệt độ phòng trong 10 phút. Ngoài ra, các hồng cầu dư thừa được loại bỏ khỏi bề mặt NFRCS bằng cách rửa với nước muối sinh lý.
Các mẫu tiếp theo được xử lý bằng glutaraldehyde 0,1% và sau đó được sấy khô trong lò sấy khí nóng ở 37°C để loại bỏ độ ẩm. Các mẫu khô được phủ và phân tích 32. Các hình ảnh khác thu được trong quá trình phân tích bao gồm sự hình thành cục máu đông trên bề mặt của từng sợi bông, sự lắng đọng polymer giữa Ct, hình thái (hình dạng) của hồng cầu, tính toàn vẹn của cục máu đông và hình thái của hồng cầu khi có mặt NFRCS. Các vùng NFRCS không được xử lý và các vùng NFRCS được xử lý bằng Ch và Cp được ủ với máu đã được quét để tìm các ion nguyên tố (natri, kali, nitơ, canxi, magiê, kẽm, đồng và selen)33. So sánh tỷ lệ phần trăm ion nguyên tố giữa các mẫu được xử lý và không được xử lý để hiểu sự tích lũy ion nguyên tố trong quá trình hình thành cục máu đông và tính đồng nhất của cục máu đông.
Độ dày của lớp phủ bề mặt Cp HFFC trên bề mặt Ct được xác định bằng FESEM. Các mặt cắt ngang của Cp NFRCS được cắt từ khung và được phủ bằng phương pháp phún xạ. Các mẫu phủ phún xạ thu được đã được quan sát bằng FESEM và độ dày của lớp phủ bề mặt được đo 34, 35, 36.
Chụp vi CT tia X cung cấp hình ảnh 3D không phá hủy độ phân giải cao và cho phép nghiên cứu cấu trúc bên trong của NFRK. Chụp vi CT sử dụng chùm tia X đi qua mẫu để ghi lại hệ số suy giảm tuyến tính cục bộ của tia X trong mẫu, giúp thu được thông tin hình thái. Vị trí bên trong của Ct trong Cp NFRCS và Cp NFRCS được xử lý bằng máu đã được kiểm tra bằng chụp vi CT để hiểu hiệu quả hấp thụ và đông máu khi có mặt NFRCS37,38,39. Cấu trúc 3D của các mẫu Cp NFRCS được xử lý và không được xử lý bằng máu đã được tái tạo bằng chụp vi CT (V|tome|x S240, Phoenix, Đức). Sử dụng phần mềm VG STUDIO-MAX phiên bản 2.2, một số hình ảnh tia X đã được chụp từ các góc độ khác nhau (lý tưởng là bao phủ 360°) để phát triển hình ảnh 3D cho NFRCS. Dữ liệu chiếu thu thập được đã được tái tạo thành hình ảnh thể tích 3D bằng phần mềm 3D ScanIP Academic đơn giản tương ứng.
Ngoài ra, để hiểu rõ hơn về sự phân bố của cục máu đông, 20 µl máu đã được trộn sẵn với citrate và 20 µl dung dịch CaCl2 0,2 ​​M được thêm vào NFRCS để khởi phát quá trình đông máu. Các mẫu đã chuẩn bị được để đông cứng. Bề mặt NFRK được xử lý bằng dung dịch glutaraldehyde 0,5% và sấy khô trong lò sấy khí nóng ở nhiệt độ 30–40°C trong 30 phút. Cục máu đông hình thành trên NFRCS được quét, tái tạo và hiển thị hình ảnh 3D của cục máu đông.
Thử nghiệm kháng khuẩn được thực hiện trên Cp NFRCS (tốt nhất là so sánh với Ch NFRCS) bằng phương pháp đã mô tả trước đây với một số sửa đổi nhỏ. Hoạt tính kháng khuẩn của Cp NFRCS và Cp HFFC được xác định bằng cách sử dụng ba vi sinh vật thử nghiệm khác nhau [S.aureus (vi khuẩn gram dương), E.coli (vi khuẩn gram âm) và nấm Candida trắng (C.albicans)] được nuôi cấy trên thạch trong đĩa Petri trong tủ ấm. Cấy đều 50 ml dung dịch nuôi cấy vi khuẩn pha loãng ở nồng độ 105-106 CFU ml-1 lên môi trường thạch. Đổ môi trường vào đĩa Petri và để đông lại. Tạo các giếng trên bề mặt đĩa thạch để đổ đầy HFFC (3 giếng cho HFFC và 1 giếng cho đối chứng âm). Thêm 200 µl HFFC vào 3 giếng và 200 µl PBS pH 7,4 vào giếng thứ 4. Ở phía bên kia của đĩa petri, đặt một đĩa Cp NFRCS 12 mm lên lớp thạch đã đông đặc và làm ẩm bằng dung dịch PBS (pH 7,4). Viên nén ciprofloxacin, ampicillin và fluconazole được coi là chất chuẩn tham chiếu cho Staphylococcus aureus, Escherichia coli và Candida albicans. Đo vùng ức chế bằng tay và chụp ảnh kỹ thuật số vùng ức chế.
Sau khi được phê duyệt về mặt đạo đức từ phía cơ quan có thẩm quyền, nghiên cứu được tiến hành tại Trường Cao đẳng Y khoa Kasturba thuộc Viện Giáo dục và Nghiên cứu ở Manipal, Karnataka, miền nam Ấn Độ. Quy trình thí nghiệm TEG trong ống nghiệm đã được xem xét và phê duyệt bởi Ủy ban Đạo đức của Trường Cao đẳng Y khoa Kasturba, Manipal, Karnataka (IEC: 674/2020). Đối tượng tham gia được tuyển chọn từ những người hiến máu tình nguyện (tuổi từ 18 đến 55) tại ngân hàng máu của bệnh viện. Ngoài ra, giấy đồng ý tham gia nghiên cứu đã được thu thập từ những người tình nguyện để lấy mẫu máu. Phương pháp TEG tự nhiên (N-TEG) ​​được sử dụng để nghiên cứu tác dụng của công thức Cp HFFC trên máu toàn phần được trộn sẵn với natri citrate. N-TEG được biết đến rộng rãi nhờ vai trò của nó trong hồi sức tại chỗ, điều này gây khó khăn cho các bác sĩ lâm sàng do khả năng chậm trễ kết quả đáng kể về mặt lâm sàng (các xét nghiệm đông máu thông thường). Phân tích N-TEG được thực hiện bằng máu toàn phần. Giấy đồng ý tham gia nghiên cứu và tiền sử bệnh chi tiết đã được thu thập từ tất cả những người tham gia. Nghiên cứu không bao gồm những người tham gia có biến chứng cầm máu hoặc huyết khối như mang thai/sau sinh hoặc bệnh gan. Những người đang dùng thuốc ảnh hưởng đến chuỗi đông máu cũng bị loại khỏi nghiên cứu. Các xét nghiệm cơ bản (hemoglobin, thời gian prothrombin, thromboplastin hoạt hóa và số lượng tiểu cầu) được thực hiện trên tất cả những người tham gia theo quy trình tiêu chuẩn. N-TEG xác định độ nhớt đàn hồi của cục máu đông, cấu trúc cục máu đông ban đầu, tương tác hạt, độ bền của cục máu đông và sự phân giải cục máu đông. Phân tích N-TEG cung cấp dữ liệu đồ họa và số liệu về tác động tổng hợp của một số yếu tố tế bào và huyết tương. Phân tích N-TEG được thực hiện trên hai thể tích khác nhau của Cp HFFC (10 µl và 50 µl). Kết quả là, 1 ml máu toàn phần có axit citric được thêm vào 10 μl Cp HFFC. Thêm 1 ml (Cp HFFC + máu có citrate), 340 µl máu hỗn hợp vào 20 µl đĩa TEG chứa 0,2 M CaCl2. Sau đó, các đĩa TEG được đưa vào máy TEG® 5000, US để đo R, K, góc alpha, MA, G, CI, TPI, EPL, LY 30% mẫu máu khi có mặt Cp HFFC41.
Quy trình nghiên cứu trên động vật sống đã được xem xét và phê duyệt bởi Ủy ban Đạo đức Động vật của Trường Y khoa Kasturba, Viện Giáo dục Đại học Manipal, Manipal (IAEC/KMC/69/2020). Tất cả các thí nghiệm trên động vật đều được thực hiện theo khuyến nghị của Ủy ban Kiểm soát và Giám sát Thí nghiệm trên Động vật (CPCSEA). Tất cả các nghiên cứu NFRCS trên động vật sống (2 × 2 cm2) đều được thực hiện trên chuột Wistar cái (nặng từ 200 đến 250 g). Tất cả động vật đều được thích nghi ở nhiệt độ 24-26°C, được cho ăn thức ăn tiêu chuẩn và uống nước tự do. Tất cả động vật được chia ngẫu nhiên thành các nhóm khác nhau, mỗi nhóm gồm ba con. Tất cả các nghiên cứu đều được thực hiện theo Báo cáo Thí nghiệm trên Động vật Sống (In Vivo Experiments) 43. Trước khi tiến hành nghiên cứu, các động vật được gây mê bằng cách tiêm phúc mạc (ip) hỗn hợp gồm 20-50 mg ketamine (trên 1 kg trọng lượng cơ thể) và 2-10 mg xylazine (trên 1 kg trọng lượng cơ thể). Sau nghiên cứu, thể tích máu mất được tính bằng cách đánh giá sự khác biệt giữa trọng lượng ban đầu và trọng lượng cuối cùng của mẫu, giá trị trung bình thu được từ ba lần thử nghiệm được lấy làm thể tích máu mất của mẫu.
Mô hình cắt cụt đuôi chuột được thực hiện để hiểu tiềm năng của NFRCS trong việc điều hòa chảy máu trong chấn thương, chiến đấu hoặc tai nạn giao thông (mô hình chấn thương). Cắt bỏ 50% đuôi bằng lưỡi dao mổ và đặt trong không khí 15 giây để đảm bảo chảy máu bình thường. Ngoài ra, các mẫu thử nghiệm được đặt lên đuôi chuột bằng cách ấn xuống (Ct, Cs, Ch NFRCS và Cp NFRCS). Lượng máu chảy và PCT được báo cáo cho các mẫu thử nghiệm (n ​​= 3)17,45.
Hiệu quả của việc kiểm soát áp lực NFRCS trong chiến đấu đã được nghiên cứu trên mô hình động mạch đùi nông. Động mạch đùi được bộc lộ, chọc thủng bằng kim trocar 24G và chảy máu trong vòng 15 giây. Sau khi quan sát thấy chảy máu không kiểm soát, mẫu thử được đặt tại vị trí chọc thủng và ấn giữ. Ngay sau khi đặt mẫu thử, thời gian đông máu được ghi lại và hiệu quả cầm máu được quan sát trong 5 phút tiếp theo. Quy trình tương tự được lặp lại với Cs và Ct46.
Dowling et al. 47 đã đề xuất một mô hình tổn thương gan để đánh giá tiềm năng cầm máu của các vật liệu cầm máu trong bối cảnh chảy máu trong phẫu thuật. BCT được ghi lại cho các mẫu Ct (đối chứng âm tính), khung Cs (đối chứng dương tính), mẫu Ch NFRCS và mẫu Cp NFRCS. Tĩnh mạch chủ trên gan của chuột được bộc lộ bằng cách thực hiện phẫu thuật mở bụng giữa. Sau đó, phần xa của thùy gan trái được cắt bỏ bằng kéo. Rạch một đường trên gan bằng lưỡi dao mổ và để chảy máu trong vài giây. Các mẫu thử Ch NFRCS và Cp NFRCS được cân chính xác được đặt trên bề mặt bị tổn thương mà không có bất kỳ áp lực dương nào và BCT được ghi lại. Nhóm đối chứng (Ct) sau đó được tạo áp lực, tiếp theo là Cs 30 s47 mà không làm tổn thương.
Các thử nghiệm khả năng lành vết thương in vivo được thực hiện bằng mô hình vết thương cắt bỏ để đánh giá đặc tính lành vết thương của các NFRCS dựa trên polymer đã được phát triển. Mô hình vết thương cắt bỏ được lựa chọn và thực hiện theo các phương pháp đã được công bố trước đây với một số sửa đổi nhỏ19,32,48. Tất cả các động vật đều được gây mê như đã mô tả trước đây. Sử dụng dụng cụ bấm sinh thiết (12 mm) để tạo một vết rạch sâu hình tròn trên da lưng. Các vị trí vết thương đã chuẩn bị được băng bó bằng Cs (đối chứng dương), Ct (nhận thấy rằng miếng bông gòn cản trở quá trình lành vết thương), Ch NFRCS và Cp NFRCS (nhóm thực nghiệm) và một nhóm đối chứng âm không được điều trị gì. Mỗi ngày trong nghiên cứu, diện tích vết thương được đo ở tất cả các con chuột. Sử dụng máy ảnh kỹ thuật số để chụp ảnh vùng vết thương và thay băng mới. Tỷ lệ đóng vết thương được đo bằng công thức sau:
Dựa trên tỷ lệ đóng vết thương vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da chuột của nhóm tốt nhất được cắt bỏ ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) và được nghiên cứu bằng phương pháp nhuộm H&E và nhuộm trichrome của Masson. Dựa trên tỷ lệ đóng vết thương vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da chuột của nhóm tốt nhất được cắt bỏ ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) và được nghiên cứu bằng phương pháp nhuộm H&E và nhuộm trichrome của Masson.Dựa trên tỷ lệ đóng vết thương vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da của chuột thuộc nhóm tốt nhất ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) được cắt bỏ và kiểm tra bằng cách nhuộm hematoxylin-eosin và Masson's trichrome.根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)的大鼠皮肤,进行H&E染色和眳组）Chuột trong nhóm tốt nhất ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) được mổ để nhuộm hematoxylin-eosin và nhuộm Masson's trichrome dựa trên phần trăm vết thương liền lại vào ngày thứ 12 của nghiên cứu.Quy trình nhuộm được thực hiện theo các phương pháp đã mô tả trước đây49,50. Tóm lại, sau khi cố định trong formalin 10%, các mẫu được khử nước bằng một loạt cồn có nồng độ tăng dần. Sử dụng máy cắt lát mỏng để thu được các lát cắt mỏng (dày 5 µm) của mô đã cắt bỏ. Các lát cắt mỏng liên tiếp của nhóm đối chứng và nhóm Cp NFRCS được xử lý bằng hematoxylin và eosin để nghiên cứu các thay đổi mô bệnh học. Thuốc nhuộm trichrome của Masson được sử dụng để phát hiện sự hình thành các sợi collagen. Các kết quả thu được đã được các nhà bệnh lý học nghiên cứu một cách khách quan.
Tính ổn định của các mẫu Cp NFRCS đã được nghiên cứu ở nhiệt độ phòng (25°C ± 2°C/60% RH ± 5%) trong 12 tháng51. Cp NFRCS (sự đổi màu bề mặt và sự phát triển của vi sinh vật) đã được kiểm tra bằng mắt thường và thử nghiệm khả năng chống mài mòn gấp và BCT theo các phương pháp đã nêu ở trên trong phần Vật liệu và Phương pháp.
Khả năng mở rộng và tính tái lập của Cp NFRCS đã được kiểm tra bằng cách chuẩn bị Cp NFRCS có kích thước 15×15 cm2. Ngoài ra, các mẫu 30 mg (n = 5) được cắt ra từ các phần Cp NFRCS khác nhau và BCT của các mẫu nghiên cứu được đánh giá như đã mô tả trước đó trong phần Phương pháp.
Chúng tôi đã nỗ lực phát triển nhiều hình dạng và cấu trúc khác nhau bằng cách sử dụng các thành phần Cp NFRCS cho nhiều ứng dụng y sinh khác nhau. Các hình dạng hoặc cấu hình đó bao gồm tăm bông hình nón dùng cho chảy máu mũi, các thủ thuật nha khoa và tăm bông hình trụ dùng cho chảy máu âm đạo.
Tất cả các bộ dữ liệu được biểu thị dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn và được phân tích bằng phương pháp ANOVA sử dụng phần mềm Prism 5.03 (GraphPad, San Diego, CA, USA), tiếp theo là phép kiểm định so sánh đa cặp Bonferroni (*p<0,05).
Tất cả các thủ tục được thực hiện trong các nghiên cứu trên người đều tuân thủ các tiêu chuẩn của Viện và Hội đồng Nghiên cứu Quốc gia, cũng như Tuyên bố Helsinki năm 1964 và các sửa đổi tiếp theo, hoặc các tiêu chuẩn đạo đức tương tự. Tất cả những người tham gia đều được thông báo về các đặc điểm của nghiên cứu và tính chất tự nguyện tham gia. Dữ liệu của người tham gia được giữ bí mật sau khi thu thập. Quy trình thí nghiệm TEG trong ống nghiệm đã được Ủy ban Đạo đức của Trường Cao đẳng Y tế Kasturba, Manipal, Karnataka xem xét và phê duyệt (IEC: 674/2020). Các tình nguyện viên đã ký giấy đồng ý thu thập mẫu máu.
Tất cả các quy trình thực hiện trong nghiên cứu trên động vật đều được tiến hành theo quy định của Khoa Y Kastuba, Viện Giáo dục Đại học Manipal, Manipal (IAEC/KMC/69/2020). Tất cả các thí nghiệm trên động vật được thiết kế và thực hiện theo hướng dẫn của Ủy ban Kiểm soát và Giám sát Thí nghiệm trên Động vật (CPCSEA). Tất cả các tác giả đều tuân thủ hướng dẫn ARRIVE.
Phổ FTIR của tất cả các NFRCS đã được phân tích và so sánh với phổ chitosan được thể hiện trong Hình 2A. Các đỉnh phổ đặc trưng của chitosan (được ghi nhận) ở 3437 cm-1 (dao động kéo dài OH và NH, chồng chéo), 2945 và 2897 cm-1 (dao động kéo dài CH), 1660 cm-1 (dao động kéo dài NH2), 1589 cm-1 (dao động uốn N–H), 1157 cm-1 (dao động kéo dài cầu nối O-), 1067 cm-1 (dao động kéo dài C–O, hydroxyl bậc hai), 993 cm-1 (dao động kéo dài CO, Bo-OH) 52,53,54. Bảng bổ sung S1 cho thấy các giá trị phổ hấp thụ FTIR của NFRCS đối với chitosan (chất chỉ thị), chitosan tinh khiết, Cm, Ch và Cp. Phổ FTIR của tất cả các NFRCS (Cm, Ch và Cp) đều cho thấy các dải hấp thụ đặc trưng giống như chitosan tinh khiết mà không có bất kỳ thay đổi đáng kể nào (Hình 2A). Kết quả FTIR đã xác nhận sự vắng mặt của các tương tác hóa học hoặc vật lý giữa các polyme được sử dụng để phát triển NFRCS, cho thấy các polyme được sử dụng là trơ.
Đặc tính in vitro của Cm NFRCS, Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs. (A) Biểu diễn phổ FTIR kết hợp của các thành phần chitosan và Cm NFRCS, Ch NFRCS và Cp NFRCS dưới tác dụng nén. (B) a) Tốc độ hấp thụ máu toàn phần của NFRCS Cm, Ch, Cp và Cg (n = 3); Các mẫu Ct cho thấy BAR cao hơn vì tăm bông có hiệu quả hấp thụ cao hơn; b) Minh họa mẫu đã hấp thụ máu. Biểu diễn đồ họa BCT của mẫu thử C (Cp NFRCS có BCT tốt nhất (15 s, n = 3)). Dữ liệu trong C, D, E và G được trình bày dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn, và các thanh lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p < 0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được trình bày dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn, và các thanh lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p < 0,0001. Данные в C, D, E и G представлены как среднее ± стандартное отклонение, а планки погрешностей представляют стандартное отклонение, ***p <0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được trình bày dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn, và các thanh lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p<0,0001. C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD,误差线代表SD,***p < 0,0001。 C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD,误差线代表SD,***p < 0,0001。 Данные в C, D, E и G показаны как среднее значение ± стандартное отклонение, планки погрешностей представляют стандартное отклонение, *** p <0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được trình bày dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn, vạch lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p<0,0001.