Gratias tibi ago quod Nature.com invisisti. Versio navigatri quam uteris limitatam sustentationem CSS habet. Pro optima experientia, commendamus ut navigatro recentiore utaris (vel Modum Compatibilitatis in Internet Explorer deactivare). Interea, ut sustentationem continuam praestemus, situm sine stylis et JavaScript reddemus.
Fertilitas avium pendet ex facultate earum satis spermatis viabilis per longius tempus in tubulis repositionis spermatis (TSS) conservandi. Exactus modus quo spermatozoa TSS intrant, ibi habitant, et exeunt controversus adhuc est. Spermatozoa gallinarum *sharkasis* magnam propensionem ad agglutinationem demonstraverunt, fasciculos mobiles filamentosos multas cellulas continentes formantes. Propter difficultatem observandi mobilitatem et mores spermatozoorum in tuba uterina opaca, instrumento microfluidico cum sectione transversa microcanalis simili spermatozoorum adhibuimus ad agglutinationem et mobilitatem spermatozoorum investigandam. Hoc studium tractat quomodo fasciculi spermatozoorum formentur, quomodo moventur, et eorum possibile munus in extendenda residentia spermatozoorum in TSS. Velocitatem spermatozoorum et mores rheologicos investigavimus cum fluxus fluidi intra canalem microfluidicum pressione hydrostatica (fluxus celeritas = 33 µm/s) generaretur. Spermatozoa contra cursum natare solent (rheologia positiva) et velocitas fasciculi spermatozoorum significanter reducitur comparata cum spermatozois singulis. Fasciculi spermatici spiraliter moveri et longitudine crassitudineque augeri observati sunt, cum plura singula spermatozoa adducuntur. Fasciculi spermatici appropinquantes et adhaerentes parietes laterales canalum microfluidicorum observati sunt, ne velocitate fluxus fluidi > 33 µm/s efferrentur. Fasciculi spermatici appropinquantes et adhaerentes parietes laterales canalum microfluidicorum observati sunt, ne velocitate fluxus fluidi > 33 µm/s efferrentur. ло замечено, что пучки сперматозоидов приближаются и прилипают к оковым стенкам икрофлюидно катобы налов сметания со скоростью потока жидкости> 33 км/с. Fasciculi spermatici parietes laterales canalum microfluidicorum appropinquare et adhaerere observati sunt, ne abstergantur ad celeritates fluxus fluidi >33 µm/s.> 33 µm/s33 µm/s ло замечено, что пучки сперматозоидов приближаются и прилипают к оковым стенкам икрожидкостнао сметания потоком идкости со скоростью > 33 км/с. Fasciculi spermatici parietes laterales canalis microfluidici appropinquare et adhaerere observati sunt, ne a fluxu fluidi >33 µm/s abripiantur.Microscopia electronica perlustrativa et transmissionis ostendit fasciculos spermatozoidorum materia densa copiosa sustentari. Data obtenta mobilitatem singularem spermatozoidorum gallinaceorum Sharkazii demonstrant, necnon facultatem spermatozoidorum ad fasciculos mobiles agglutinandos et formandos, quod ad meliorem comprehensionem diuturnae conservationis spermatozoidorum in SMT confert.
Ad fecundationem in hominibus plerisque animalibus perficiendam, sperma et ova ad locum fecundationis tempore opportuno pervenire debent. Ergo, coitus ante vel tempore ovulationis fieri debet. Contra, quaedam mammalia, ut canes, necnon species non-mammalia, ut insecta, pisces, reptilia et aves, sperma in organis suis reproductivis diutius servant, donec ova eorum ad fecundationem parata sint (fecundatio asynchrona 1). Aves spermatozoorum, quae ova fecundare possunt, per 2-10 hebdomades2 vitalitatem conservare possunt.
Haec est singularis proprietas quae aves a ceteris animalibus distinguit, cum magnam probabilitatem fecundationis post singulam inseminationem per aliquot hebdomades sine simul coitu et ovulatione praebeat. Principale organum conservationis spermatis, tubulus conservationis spermatis (SST) appellatus, in plicis mucosalibus internis ad iuncturam uterovaginalem situm est. Adhuc, rationes quibus sperma intrant, resident, et exeunt e bano spermatis non plene intelleguntur. Ex studiis prioribus, multae hypotheses propositae sunt, sed nulla earum confirmata est.
Forman4 hypothesim proposuit spermatozoa domicilium suum in cavitate SST per continuum motum oscillatorium contra directionem fluxus fluidi per canales proteinicos in cellulis epithelialibus SST sitos conservare (rheologia). ATP depletur propter constantem actionem flagellarem necessariam ad sperma in lumine SST retinendum et motus tandem decrescit donec sperma e bano spermatico per fluxum fluidi transportatur et novum iter per tubam uterinam ascendentem incipiat ad spermatozoa fecundanda. Ovum (Forman4). Hoc exemplum conservationis spermatis confirmatur detectione per immunocytochemiam aquaporinorum 2, 3 et 9 praesentium in cellulis epithelialibus SST. Adhuc, studia de rheologia seminis gallinaceae et eius munere in conservatione SST, selectione spermatis vaginalis, et certamine spermatis desunt. In gallinis, sperma vaginam post coitum naturalem intrat, sed plus quam 80% spermatozoorum e vagina paulo post coitum eiiciuntur. Hoc suggerit vaginam esse locum primarium selectionis spermatis in avibus. Praeterea, relatum est minus quam 1% spermatozoorum in vagina fecundatorum in SST (cellulae subaquaneae superficiei) devenire. In inseminatione artificiali pullorum in vagina, numerus spermatozoorum SST attingentium post 24 horas post inseminationem solet crescere. Hactenus, mechanismus selectionis spermatozoidorum per hunc processum obscurus est, et motus spermatozoidorum magnum momentum in absorptione spermatozoidorum SST agere potest. Propter parietes crassos et opacos tubarum uterinarum, difficile est motilitatem spermatozoidorum in tubis uterinis avium directe monitorare. Quapropter, nobis deest cognitio fundamentalis quomodo spermatozoa ad SST post fecundationem transeunt.
Rheologia nuper agnita est ut factor magni momenti qui translationem spermatozoidorum in genitalibus mammalium moderatur. Zaferani et al.8, facultate spermatozoidorum mobilium contracurrente migrandi innixi, systema microfluidicum "corra" adhibuerunt ad spermatozoa mobilia passive ex exemplaribus seminis clausi isolanda. Hoc genus separationis seminis essentiale est ad curationem sterilitatis medicae et investigationem clinicam, et praefertur methodis traditis quae tempus et laborem requirunt et morphologiam et integritatem structuralem spermatozoidorum in discrimen adducere possunt. Nihilominus, adhuc nulla studia peracta sunt de effectu secretionum ex organis genitalibus gallinarum in mobilitatem spermatozoidorum.
Quamvis mechanismus qui sperma in SST conditum conservat, multi investigatores observaverunt spermatozoa residentia capite ad caput in SST pullorum 9, 10, coturnicum 2, et meleagridum 11 agglutinari, ut fasciculos spermatozoidorum agglutinatos forment. Auctores suggerunt nexum esse inter hanc agglutinationem et diuturnam spermatozoidorum conservationem in SST.
Tingari et Lake12 fortem nexum inter spermatozoa in glandula recipiente spermatozoa gallinacea rettulerunt et dubitaverunt num spermatozoa avium eodem modo quo spermatozoa mammalium agglutinarentur. Credunt profundas conexiones inter spermatozoa in canali deferente fortasse ob accentum a praesentia magni numeri spermatozoidorum in spatio angusto ortum esse.
Cum spermatozoorum mores in laminis vitreis recentibus pendentibus aestimantur, signa agglutinationis transitoria videri possunt, praesertim ad margines guttarum seminis. Attamen agglutinatio saepe perturbabatur actione rotationis cum motu continuo coniuncta, quod naturam transitoriam huius phaenomeni explicat. Investigatores etiam animadverterunt, cum diluens semini adderetur, aggregationes cellularum elongatas "filamentosas" apparere.
Prima conatus ad spermatozoa imitanda facta sunt filo tenui e gutta pendente remoto, quod effecit ut vesicula elongata, spermatozoido similis, e gutta seminis prominente esset. Spermatozoa statim intra vesiculam paralleliter ordinata sunt, sed tota unitas cito propter limitationem tridimensionalem evanuit. Ergo, ad agglutinationem spermatozoorum studendam, necesse est mobilitatem et mores spermatozoorum directe in tubulis isolatis ad spermatozoa conservanda observare, quod difficile est assequi. Ergo necesse est instrumentum quod spermatozoa imitatur evolvere ad studia mobilitatis et mores agglutinationis spermatozoorum sustinenda. Brillard et al.13 rettulerunt longitudinem mediam tubulorum ad spermatozoa conservanda in pullis adultis esse 400-600 µm, sed nonnullas tubulorum superspicientiae (SST) usque ad 2000 µm longas esse posse. Mero et Ogasawara14 glandulas seminiferas in tubulos auctos et non auctos, ad sperma conservandum, diviserunt, qui ambo longitudine (~500 µm) et latitudine colli (~38 µm) eandem habebant, sed diameter medius luminis tubulorum 56.6 et 56.6 µm respective, 11.2 μm respective, erat. In hoc studio, instrumento microfluidico cum magnitudine canalis 200 µm × 20 µm (L × A) usi sumus, cuius sectio transversalis aliquantum proxima est ei SST amplificati. Praeterea, mobilitatem spermatozoidorum et mores agglutinationis in fluido fluenti examinavimus, quod congruit cum hypothesi Foreman, fluidum a cellulis epithelialibus SST productum spermatozoa in lumine in directione contracurrenti (rheologica) retinere.
Propositum huius studii erat superare difficultates observationis motus spermatozoorum in tubis uterinis et vitare difficultates studendi rheologiam et mores spermatozoorum in ambitu dynamico. Instrumentum microfluidicum adhibitum est quod pressionem hydrostaticam creat ad simulandam mobilitatem spermatozoorum in genitalibus gallinacei.
Cum gutta speciminis spermatis diluti (1:40) in instrumentum microcanali immissa esset, duo genera motus spermatozoidorum (sperma segregatum et semen ligatum) agnosci potuerunt. Praeterea, spermatozoa contra cursum natare solebant (rheologia positiva; video 1, 2). Quamquam fasciculi spermatici velocitatem minorem quam spermatozoidorum solitariorum habebant (p < 0.001), proportionem spermatozoidorum rheotaxim positivam ostendentium auxerunt (p < 0.001; Tabula 2). Quamquam fasciculi spermatici velocitatem minorem quam spermatozoidorum solitariorum habebant (p < 0.001), proportionem spermatozoidorum rheotaxim positivam ostendentium auxerunt (p < 0.001; Tabula 2). отя пучки сперматозоидов имели более низкую скорость, чем у одиночных сперматозоидов (p < пере. сперматозоидов, демонстрирующих положительный реотаксис (p< 0,001; таблица 2). Quamquam fasciculi spermatozoorum velocitatem minorem quam spermatozoorum singularium habebant (p < 0.001), proportionem spermatozoorum rheotaxim positivam ostendentium auxerunt (p < 0.001; Tabula 2).p < 0.001），但它们增加了显示阳性流变性的精子百分比（p < 0.001；表2）。p <0.001） p <0.001 2。。。。。。）））））） отя скорость пучков сперматозоидов была ниже, чем у одиночных сперматозоидов (p< 0,001), они увеличивали сперматозоидов с положительной реологией (p< 0,001; таблица 2). Quamquam celeritas fasciculorum spermatum minor erat quam celeritas spermatozoidorum singulorum (p < 0.001), percentationem spermatozoidorum cum rheologia positiva auxerunt (p < 0.001; Tabula 2).Rheologia positiva pro singulis spermatozois et cespulis aestimatur circiter 53% et 85% respective.
Observatum est spermatozoa gallinorum *Sharkasi* statim post ejaculationem fasciculos lineares formare, ex multis individuis constantes. Hi cespites longitudine et crassitudine augentur tempore procedente et in vitro per aliquot horas manere possunt antequam evanescunt (video 3). Hi fasciculi filamentosi formam spermatozoorum echidnae habent, quae in fine epididymis formantur. Semen gallinorum *Sharkashi* magnam propensionem ad agglutinandum et fasciculum reticulatum formandum intra minus quam minutum a collectione habere inventum est. Hi fasciculi dynamici sunt et capaces adhaerere quibuslibet parietibus propinquis vel obiectis staticis. Quamquam fasciculi spermatozoidorum celeritatem cellularum spermatozoidorum minuunt, macroscopice manifestum est eos linearitatem eorum augere. Longitudo fasciculorum variat secundum numerum spermatozoidorum in fasciculis collectorum. Duae partes fasciculi separatae sunt: ​​pars initialis, caput liberum spermatozoidorum agglutinatorum comprehendens, et pars terminalis, caudam et totum finem distalem spermatozoidorum comprehendens. Camera celerrima adhibita (950 fps), capita libera spermatozoorum agglutinatorum in parte initiali fasciculi observata sunt, quae motum fasciculi propter motum oscillatorium efficiunt, reliqua motu helicali in fasciculum trahentes (Video 4). Attamen, in cespulis longis, observatum est nonnulla capita libera spermatozoorum corpori adhaesisse et partem terminalem cespuli quasi alas fungi ad cespulum propellendum.
Dum in lento fluido fluxu, fasciculi spermatici inter se paralleli moventur, tamen inter se congruere et omnibus quae immota sunt adhaerere incipiunt, ne a fluxu currenti abluantur dum celeritas fluxus crescit. Fasciculi formantur cum pauci spermatozoi inter se appropinquant, synchrone moveri incipiunt et inter se implicari, deinde adhaerere substantiae viscosae. Figurae 1 et 2 ostendunt quomodo spermatozoides inter se appropinquant, iuncturam formantes dum caudae inter se implicantur.
Investigatores pressionem hydrostaticam adhibuerunt ut fluxum fluidi in microcanalibus crearent, ut rheologiam spermatis studerent. Microcanalis magnitudinis 200 µm × 20 µm (L × A) et longitudinis 3.6 µm adhibitus est. Microcanales inter vasa cum syringibus ad extremitates aptatis adhibiti sunt. Color cibarius ad canales magis conspicuos reddendos adhibitus est.
Funes interconnectivos et accessiones ad parietem alliga. Pellicula microscopio contrasto phasium capta est. Cum unaquaque imagine, imagines microscopiae contrasto phasium et mappationis exhibentur. (A) Nexus inter duos rivos fluxui resistit propter motum helicalem (sagitta rubra). (B) Nexus inter fasciculum tuborum et parietem canalis (sagittae rubrae), simul cum duobus aliis fasciculis connectuntur (sagittae flavae). (C) Fasciculi spermatozoidorum in canali microfluidico inter se coniungi incipiunt (sagittae rubrae), reticulum fasciculorum spermatozoidorum formantes. (D) Formatio reticuli fasciculorum spermatozoidorum.
Cum gutta spermatis diluti in instrumentum microfluidicum immissa esset et fluxus creatus esset, fasciculus spermatis contra directionem fluxus moveri observatus est. Fasciculi arcte contra parietes microcanalum aptantur, et capita libera in parte initiali fasciculorum arcte contra eos accommodantur (video 5). Etiam ad quaslibet particulas immobiles in via sua, ut sordes, adhaerent ne a currente abripantur. Tempore procedente, hae fasciculae filamenta longa fiunt, alios spermatozoos singulos et fasciculos breviores capientes (Video 6). Cum fluxus tardius fieri incipit, longae lineae spermatis retem linearum spermaticarum formare incipiunt (Video 7; Figura 2).
Ad magnam velocitatem fluxus (V > 33 µm/s), motus spirales filorum augentur ut multa singula spermatozoa capiantur, fasciculos formantes, ut vim fluxus fluctuantem melius resistant. Ad magnam velocitatem fluxus (V > 33 µm/s), motus spirales filorum augentur ut multa singula spermatozoa capiantur, fasciculos formantes, ut vim fluxus fluctuantem melius resistant. ри высокой скорости потока (V> 33 км/с) спиралевидные движения нитей усиливаются, поскольктатать нолпольктатать. отдельных сперматозоидов, образующих пучки, которые лучше противостоят дрейфующей силе потока. Ad magnos fluxus celeritates (V > 33 µm/s), motus helicales filorum augentur dum conantur multa spermatozoa singula capere, fasciculos formantes qui melius vim fluxus fluctuantis resistere possunt.(V > 33 µm/s)(v> 33 µm/s) . ри высоких скоростях потока (V> 33 км/с) спиральное движение нитей увеличивается в попытьв тахватьвотахвативотаватьво попытио сперматозоидов, образующих пучки, чтобы лучше сопротивляться силам дрейфа потока. Ad magnos fluxus velocitates (V > 33 µm/s), motus helicalis filamentorum augetur in conatu ad multa singula spermatozoa fasciculos formantia capienda, ut melius viribus fluctuationis fluxus resistatur.Conati sunt etiam microcanales parietibus lateralibus adnectere.
Fasciculi spermatici ut greges capitum spermaticorum et caudarum contortarum per microscopiam lucis (LM) identificati sunt. Fasciculi spermatici cum variis aggregationibus etiam ut capita contorta et aggregata flagellaria, caudae spermaticae multiplices fusae, capita spermatica caudae adfixa, et capita spermatica cum nucleis curvis ut nuclei multiplices fusi identificati sunt. Microscopia electronica transmissionis (TEM). Microscopia electronica perlustrans (SEM) ostendit fasciculos spermaticos aggregata vaginata capitum spermaticorum esse et aggregata spermatica retem adfixam caudarum involutarum ostendere.
Morphologia et ultrastructura spermatozoorum, formatio fasciculorum spermatozoorum per microscopiam lucis (dimidia sectione), microscopiam electronicam perlustrantem (SEM) et microscopiam electronicam transmissionis (TEM) investigata sunt; fragmenta spermatis aurantiaco acridino tincta et per microscopiam epifluorescentem examinata sunt.
Tinctio spermatis colore acridini (Fig. 3B) ostendit capita spermatozoidorum inter se cohaerentia et materia secretoria tecta esse, quod ad formationem magnorum cespitum duxit (Fig. 3D). Fasciculi spermatozoidorum ex aggregationibus spermatozoidorum cum reti caudarum adnexarum constabant (Fig. 4A-C). Fasciculi spermatozoidorum ex caudis multorum spermatozoidorum cohaerentibus constant (Fig. 4D). Secreta (Fig. 4E,F) capita fasciculorum spermatozoidorum tegebant.
Formatio fasciculi spermatozoidorum. Microscopio phasico distinctivo et fragmentis spermatis colore acridini tinctis, demonstratum est capita spermatozoidorum inter se cohaerere. (A) Formatio fasciculi spermatis initium capit cum uno spermatozoide (circulo albo) et tribus spermatozoidibus (circulo flavo), spirali incipiente a cauda et desinente ad caput. (B) Microphotographia fragmenti spermatis colore acridini tincti, capita spermatozoidorum adhaerentia ostendens (sagittae). Fluxus caput/capita tegit. Magnificatio × 1000. (C) Progressus magni fasciculi per fluxum in canali microfluidico transportati (camera celerrima ad 950 fps utens). (D) Micrographia fragmenti spermatis colore acridini tincti, fasciculos magnos ostendens (sagittae). Magnificatio: ×200.
Micrographia electronica perlustrativa fasciculi spermatis et linimenti spermatis colore acridino tincti. (A, B, D, E) sunt micrographia electronica perlustrativa digitalia colorata spermatozoorum, et C et F sunt micrographia linimentorum spermatis colore acridino tinctorum, quae adhaesionem plurium spermatozoorum retem caudalem involventium ostendunt. (AC) Aggregationes spermatis ut rete caudarum adhaerentiarum monstrantur (sagittae). (D) Adhaesio plurium spermatozoorum (cum substantia adhaesiva, linea rosea, sagitta) circa caudam involventium. (E et F) Aggregationes capitis spermatis (indices) materia adhaesiva tectae (indices). Spermatozoa fasciculos cum pluribus structuris vorticosis formaverunt (F). (C) Augmentationes ×400 et (F) ×200.
Microscopio electronico transmissionis adhibito, invenimus fasciculos spermatum caudas adfixas habere (Fig. 6A, C), capita caudis adfixa (Fig. 6B), vel capita caudis adfixa (Fig. 6D). Capita spermatozoorum in fasciculo curva sunt, in sectione duas regiones nucleares exhibentes (Fig. 6D). In fasciculo inciso, spermatozoa caput contortum cum duabus regionibus nuclearibus et multis regionibus flagellaribus habebant (Fig. 5A).
Micrographia electronica digitalis colorata, caudas connectentes in fasciculo spermatico et materiam agglutinantem capita spermatica connectentem ostendens. (A) Cauda adhaerens magnae multitudinis spermatozoidorum. Nota quomodo cauda apparet in projectionibus et verticalibus (sagitta) et horizontalibus (sagitta). (B) Caput (sagitta) spermatozoidorum caudae (sagitta) coniunctum est. (C) Plures caudae spermaticae (sagittae) adhaerent. (D) Materia agglutinans (AS, caerulea) quattuor capita spermatica connectit (purpurea).
Microscopia electronica perlustrativa adhibita est ad capita spermatica in fasciculis spermaticis secretionibus vel membranis tectis detegenda (Figura 6B), quod indicat fasciculos spermaticos materia extracellulari ancoratos esse. Materia agglutinata in capite spermatico (coetudo capitis medusae similis; Figura 5B) concentrata et distaliter expansa, aspectum flavum splendidum sub microscopio fluorescenti praebens cum tinctura acridini aurantiaci (Figura 6C). Haec substantia clare conspicitur sub microscopio perlustrativo et pro ligando habetur. Sectiones semi-tenues (Figura 5C) et linimenta spermatica acridini aurantiaci tincta fasciculos spermaticos capita dense compacta et caudas curvas continentes ostenderunt (Figura 5D).
Variae photomicrographae aggregationem capitum spermatidum et caudarum complicatarum variis modis ostendentes. (A) Micrographia electronica transmissionis digitalis colorata, sectionis transversalis fasciculi spermatici, caput spermaticum convolutum cum nucleo bipartito (caeruleo) et pluribus partibus flagellaribus (viridi), ostendens. (B) Micrographia electronica scansionis digitalis colorata, fasciculum capitum medusarum similium (sagittae) ostendens, quae tecta videntur. (C) Sectio semi-tenuis capita spermatica aggregata (sagittae) et caudas convolutas (sagittae) ostendens. (D) Micrographia maculi spermatici aurantiaco acridino tincti, aggregationes capitum spermatidum (sagittae) et caudas convolutas adhaerentes (sagittae) ostendens. Nota substantiam viscosam (S) caput spermatozoi tegere. (D) Augmentatio × 1000.
Microscopio electronico transmissionis adhibito (Fig. 7A), etiam observatum est capita spermatozoidorum contorta esse et nucleos formam spiralem habere, quod per maculas spermatozoidorum aurantiaco acridino tinctas et microscopio fluorescenti examinatas (Fig. 7B) confirmatum est.
(A) Photographia electronica transmissionis digitalis colorata et (B) Linimentum spermatis tinctum colore acridino aurantiaco ostendens capita contorta et nexum capitum et caudarum spermatozoidorum (sagittae). (B) Augmentatio × 1000.
Inventio curiosa est sperma Sharkazii aggregari in fasciculos mobiles filamentosos formare. Proprietates horum fasciculorum nobis permittunt intellegere eorum munus possibile in absorptione et conservatione spermatozoorum in SST.
Post coitum, sperma vaginam ingrediuntur et intensum processum selectionis subeunt, quo fit ut numerus limitatus spermatozoidorum in SST ingrediatur15,16. Adhuc, rationes quibus sperma SST ingrediuntur et exeunt incertae sunt. In avibus, spermatozoa in SST per longius tempus, ab 2 ad 10 hebdomadibus, secundum speciem6, servantur. Controversia manet de statu seminis dum in SST reponitur. Utrum in motu an quiescant? Aliis verbis, quomodo cellulae spermatozoidorum locum suum in SST tam diu servant?
Forman4 proposuit residentiam et ejectionem SST explicari posse per mobilitatem spermatozoidorum. Auctores hypothesim ponunt spermatozoa positionem suam tenere natando contra fluxum fluidi ab epithelio SST creatum et spermatozoa ex SST eiici cum velocitas eorum infra punctum cadit quo retro moveri incipiunt propter defectum energiae. Zaniboni5 praesentiam aquaporinorum 2, 3, et 9 in parte apicali cellularum epithelialis SST confirmavit, quod indirecte exemplar repositionis spermatozoidorum Foreman sustinere potest. In hoc studio, invenimus fere dimidium spermatozoidorum Sharkashi rheologiam positivam in fluido fluenti ostendere, et fasciculos spermatozoidorum agglutinatos numerum spermatozoidorum rheologiam positivam ostendentium augere, quamquam agglutinatio eos tardat. Quomodo cellulae spermatozoidorum per tubam uterinam avis ad locum fecundationis iter faciant non plene intellegitur. In mammalibus, fluidum folliculare spermatozoa chemoattrahit. Attamen, chemoattractiva creduntur spermatozoa dirigere ut ad longas distantias appropinquent7. Ergo, aliae rationes translationem spermatozoidorum curant. Facultas spermatozoidorum se orientandi et fluendi contra fluidum tubarum uterinarum post coitum emissum magnum momentum in spermatis petendis in muribus esse relata est. Parker 17 proposuit spermatozoa oviductus transire natando contra cursum ciliarem in avibus et reptilibus. Quamquam experimentaliter in avibus non demonstratum est, Adolphi 18 primus invenit sperma avium eventus positivos dare cum tenuis stratum liquidi inter lamellam et lamellam vitrea charta percolatoria creatur. Rheologia. Hino et Yanagimachi [19] complexum ovarii-tubarum-uterini muris in anulo perfusionis posuerunt et 1 µl atramenti in isthmum iniecerunt ut fluxum fluidi in tubis uterinis visualizarent. Motum contractionis et relaxationis valde activum in tuba uterina animadverterunt, in quo omnes pilae atramenti constanter versus ampullam tubae uterinae movebantur. Auctores momentum fluxus fluidi tubarii ab inferioribus ad superiores tubas uterinas pro elevatione et fecundatione spermatozoidorum extollunt. Brillard20 rettulit in pullis et meleagridis spermatozoa migrare motu activo ab introitu vaginae, ubi servantur, ad iuncturam utero-vaginalem, ubi servantur. Attamen hic motus non requiritur inter iuncturam utero-vaginalem et infundibulum, quia spermatozoa transportantur motu passivo. His commendationibus prioribus et eventibus in hoc studio obtentis cognitis, sumi potest facultatem spermatozoorum sursum movendi (rheologiam) esse unam ex proprietatibus quibus processus selectionis innititur. Hoc determinat transitum spermatozoorum per vaginam et eorum introitum in CCT ad repositionem. Ut Forman4 suggessit, hoc etiam processum spermatozoorum faciliorem reddere potest, quo SST et eius habitat intrant per tempus quoddam, deinde exeunt cum eorum celeritas tardior fieri incipit.
Contra, Matsuzaki et Sasanami [21] suggesserunt spermatozoa avium mutationes motus a dormitione ad motilitatem in tractubus genitalibus masculinis et femininis subire. Inhibitio motus spermatozoidorum residentium in SST proposita est ad explicandum longum tempus conservationis spermatozoidorum et deinde renovationem post egressum SST. Sub condicionibus hypoxicis, Matsuzaki et al. [1] magnam productionem et emissionem lactati in SST rettulerunt, quae ad inhibitionem motus spermatozoidorum residentium ducere potest. Hoc in casu, momentum rheologiae spermatozoidorum in selectione et absorptione spermatozoidorum, non in eorum conservatione, reflectitur.
Modus agglutinationis spermatis explicatio probabilis pro longo tempore repositionis spermatis in SST habetur, cum hic modus communis retentionis spermatis in avibus sit2,22,23. Bakst et al.2 observaverunt pleraque spermatozoa inter se adhaesisse, aggregata fascicularia formantes, et singula spermatozoa raro in CCM coturnicum inveniri. Contra, Wen et al.24 spermatozoa dispersiora et pauciora fascicula spermatozoorum in lumine SST in pullis observaverunt. His observationibus positis, sumi potest propensionem ad agglutinationem spermatis inter aves et inter spermatozoa in eodem ejaculato differre. Praeterea, Van Krey et al.9 suggesserunt dissociationem fortuitam spermatozoorum agglutinatorum causam esse penetrationis gradatim spermatozoorum in lumen tubae uterinae. Secundum hanc hypothesim, spermatozoa cum minore capacitate agglutinationis primum ex SST expelli debent. In hoc contextu, facultas spermatozoorum ad agglutinandum factor esse potest qui exitum certaminis spermatici in avibus sordidis afficit. Praeterea, quo diutius sperma agglutinatum dissociatur, eo diutius fertilitas servatur.
Quamquam aggregatio spermatozoorum et aggregatio in fasciculos in pluribus studiis observata est2,22,24, non tamen accurate descripta est propter complexitatem observationis cinematicae intra SST. Plures conatus facti sunt ad agglutinationem spermatozoorum in vitro investigandam. Agglutinatio ampla sed transitoria observata est cum filum tenue e gutta seminis pendente sublatum est. Hoc ad hoc ducit ut bulla elongata e gutta promineat, glandulam seminalem imitans. Ob limitationes 3D et tempora siccationis stillationis brevia, totus frustulum cito in ruinam cecidit9. In hoc studio, utentes pullis Sharkashi et fragmentis microfluidicis, describere potuimus quomodo hi cespites formentur et quomodo moveantur. Fasciculi spermatozoorum statim post collectionem seminis formati sunt et spiraliter moveri inventi sunt, rheologiam positivam ostendentes cum in fluxu praesentes sunt. Praeterea, cum macroscopice inspiciuntur, fasciculi spermatozoorum linearitatem mobilitatis augere observati sunt comparati cum spermatozois isolatis. Hoc suggerit agglutinationem spermatozoidorum ante penetrationem SST fieri posse et productionem spermatozoidorum non limitari ad parvam aream propter vim ut antea suggestum est (Tingari et Lake12). Dum formatur cespite, spermatozoida synchrone natant donec iuncturam forment, deinde caudae eorum inter se implicantur et caput spermatozoi liberum manet, sed cauda et pars distalis spermatozoi cohaerent substantia viscosa. Ergo, caput liberum ligamenti motum efficit, reliquum ligamentum trahens. Microscopia electronica perlustrativa fasciculorum spermatozoidorum capita spermatozoidorum adhaerentia multa materia viscosa tecta ostendit, quod suggerit capita spermatozoidorum in fasciculis quiescentibus adhaerere, quod fortasse accidisset postquam ad locum repositionis (SST) pervenerunt.
Cum fragmentum spermatis tinctura aurantiaca acridini fit, materia glutinosa extracellularis circa cellulas spermatozoidorum microscopio fluorescente videri potest. Haec substantia fasciculos spermatozoidorum permittit ut superficiebus vel particulis circumstantibus adhaereant et cohaereant, ne cum fluxu circumstante ferantur. Itaque observationes nostrae munus adhaesionis spermatozoidorum in forma fasciculorum mobilium ostendunt. Eorum facultas contra cursum natandi et superficiebus propinquis adhaerendi permittit ut sperma diutius in superficie supernatali (SST) maneant.
Rothschild25 camera haemocytometriae usus est ad distributionem fluitantem seminis bovini in gutta suspensionis investigandam, microphotographias per cameram cum axe optico tam verticali quam horizontali microscopii capiens. Resultata demonstraverunt spermatozoa ad superficiem camerae attrahi. Auctores suggerunt interactiones hydrodynamicas inter spermatozoa et superficiem fortasse exstare. Hoc in ratione habita, una cum facultate seminis pullorum Sharkashi ad formandas massas viscosas, probabilitas augeri potest ut semen parieti SST adhaereat et per longum tempus conservetur.
Bccetti et Afzeliu26 rettulerunt glycocalycem spermatis requiri ad recognitionem et agglutinationem gametarum. Forman10 observavit hydrolysim vinculorum α-glycosidicorum in tunicis glycoproteino-glycolipidorum per tractationem seminis avium neuraminidase fertilitatem imminutam effecisse sine detrimento mobilitatis spermatozoidorum. Auctores suggerunt effectum neuraminidase in glycocalycem sequestrationem spermatozoidorum in iunctura utero-vaginali impedire, ita fertilitatem minuens. Observationes eorum possibilitatem ignorare non possunt ut curatio neuraminidase recognitionem spermatozoidorum et oocytorum minuere possit. Forman et Engel10 invenerunt fertilitatem imminutam esse cum gallinae intravaginaliter inseminatae sunt semine neuraminidase tractato. Attamen, fecundatio in vitro cum spermate neuraminidase tractato fertilitatem non affecit comparata cum pullis in grupo testigo. Auctores concluserunt mutationes in tegumento glycoproteino-glycolipido circa membranam spermatis facultatem spermatozoidorum ad fecundandum minuisse per impediendam sequestrationem spermatozoidorum in iunctura utero-vaginali, quod vicissim iacturam spermatozoidorum propter celeritatem iuncturae utero-vaginalis auxit, sed agnitionem spermatozoidorum et ovi non afficit.
In meleagridis, Bakst et Bauchan11 vesiculas parvas et fragmenta membranae in lumine tubi subaquanei subaquanei (SST) invenerunt et observaverunt nonnulla ex his granulis cum membrana spermatis coalescere. Auctores suggerunt has relationes ad diuturnam spermatozoorum conservationem in SST conferre posse. Attamen investigatores fontem harum particularum non specificaverunt, utrum a cellulis epithelialibus CCT secretae sint, a systemate reproductivo masculino productae et secretae, an a ipso spermate productae. Praeterea, hae particulae agglutinationem responsabiles sunt. Grützner et al.27 rettulerunt cellulas epitheliales epididymales proteinum specificum producere et secretare quod requiritur ad formationem tractuum seminalium unius pori. Auctores etiam referunt dispersionem horum fasciculorum pendere ex interactione proteinorum epididymalium. Nixon et al.28 invenerunt adnexa proteinum, osteonectinum acidicum cysteina dives, secretare; SPARC in formatione fasciculorum spermatis in echidnis et ornithopodis rostratis implicatur. Dispersio horum fasciculorum cum iactura huius proteini coniungitur.
In hoc studio, analysis ultrastructuralis microscopio electronico facta ostendit spermatozoa magnae quantitati materiae densae adhaesisse. Hae substantiae putantur agglutinationem, quae inter et circa capita adhaerentia condensatur, responsabiles esse, sed minoribus concentrationibus in regione caudae. Supponimus hanc substantiam agglutinantem ex systemate reproductivo masculino (epididymo vel vase deferente) una cum semine excerni, cum saepe semen a lympha et plasma seminali separari per ejaculationem observemus. Relatum est, dum spermatozoa avium per epididymum et vase deferente transeunt, mutationes maturationis conexas subire, quae eorum facultatem ad proteinas ligandas et glycoproteina plasmatis lemmatis associata acquirendas sustinent. Persistentia harum proteinarum in membranis spermatozoidorum residentibus in SST suggerit has proteinas acquisitionem stabilitatis membranae spermatozoidorum 30 afficere et fertilitatem eorum 31 determinare posse. Ahammad et al.32 rettulerunt spermatozoa ex variis partibus systematis reproductionis masculini (a testibus ad vas deferens distale) obtenta progressivum augmentum viabilitatis sub condicionibus liquidis repositionis demonstravisse, temperatura repositionis non obstante, et viabilitatem in gallinis etiam in tubis uterinis post inseminationem artificialem augere.
Fasciculi spermatis gallinacei *Sharkashi* proprietates et functiones diversas habent quam aliarum specierum, ut echidnae, ornithorhynchos, mures silvestres, rattae cervinae, et porcelli caviae. In gallinis *Sharkashi*, formatio fasciculorum spermatozoidorum celeritatem natandi eorum, comparata cum spermatozois singularibus, minuit. Attamen hi fasciculi proportionem spermatozoidorum rheologice positivorum auxerunt et facultatem spermatozoidorum se in ambitu dynamico stabiliendi auxerunt. Itaque nostrae conclusiones priorem suggestionem confirmant, agglutinationem spermatozoidorum in SST (synchronous spermatozoid test), cum diuturna conservatione spermatozoidorum coniunctam esse. Etiam hypothesim ponimus propensionem spermatozoidorum ad formandos fasciculos fortasse ratem amissionis spermatozoidorum in SST moderari, quod exitum certaminis spermatozoidorum mutare potest. Secundum hanc suppositionem, spermatozoa cum humili capacitate agglutinationis primum SST emittunt, dum spermatozoa cum alta capacitate agglutinationis maximam partem prolis producunt. Formatio fasciculorum spermatozoidorum cum uno poro utilis est et rationem parentum et liberorum afficit, sed mechanismo diverso utitur. In echidnis et ornithorhynchis, spermatozoa inter se parallele disponuntur ut celeritas radiorum augeatur. Fasciculi echidnarum fere ter celerius moventur quam singuli spermatozoa. Creditur formationem talium fasciculorum spermatozoidorum in echidnis esse adaptationem evolutionariam ad dominationem conservandam, cum feminae sint promiscuae et plerumque cum pluribus maribus coeant. Ergo, spermatozoa ex diversis ejaculatis acerrime pro fecundatione ovi certant.
Spermatozoa agglutinata gallinorum *Sharkasis* facile visualizantur microscopio phasium, quod utile habetur quia facilem studium habitus spermatozoidorum *in vitro* permittit. Mechanismus quo formatio fasciculi spermatici reproductionem in gallinis *Sharkasis* promovet etiam differt ab eo qui in quibusdam mammalibus placentalibus observatur, qui habitum cooperativum spermatozoidorum repraesentant, ut mures silvestres, ubi quaedam spermatozoa ova attingunt, aliis individuis cognatis adiuvantes ut ova attingant et laedant. Te ipsum probare. Habitus altruisticus. Autofecundatio 34. Aliud exemplum habitus cooperativi in ​​spermatozois inventum est in muribus cervis, ubi spermatozoa spermatozoa maxime cognata identificare et cum eis coniungi et greges cooperativos formare potuerunt ut celeritatem suam comparata cum spermatozois cognatis augerent 35.
Resultata in hoc studio obtenta theoriam Foman de diuturna conservatione spermatozoorum in SWS non repugnant. Investigatores referunt cellulas spermatozoidorum in fluxu cellularum epithelialium quae SST vestiunt per longius tempus moveri, et post certum tempus, copia energiae spermatozoidorum depleta est, quod ad decrementum celeritatis ducit, quod expulsionem substantiarum parvi ponderis molecularis permittit. Energia spermatozoidorum cum fluxu fluidi e lumine SST cavitate tubae uterinae variat. In hoc studio, observavimus dimidium spermatozoidorum singularium facultatem natandi contra fluida fluentia demonstravisse, et adhaesionem eorum in fasciculo facultatem eorum rheologiam positivam ostendendi auxisse. Praeterea, nostra data congruunt cum illis Matsuzaki et al. 1 qui rettulerunt secretionem lactati auctam in SST mobilitatem spermatozoidorum residentium inhibere posse. Attamen, nostra resultata formationem ligamentorum mobilium spermatozoidorum et eorum mores rheologicos in praesentia ambitus dynamici intra microcanali describunt, in conatu elucidandi eorum mores in SST. Investigationes futurae fortasse in determinanda compositione chemica et origine agentis agglutinantis se extendent, quod sine dubio investigatoribus adiuvabit ut novas vias ad semen liquidum conservandum et durationem fertilitatis augendam excogitent.
Quindecim sharkasii mares, collo nudo et triginta hebdomadarum nati (homozygota dominante; Na Na), ut donatores seminis in studio selecti sunt. Aves in Praedio Avium Investigativo Facultatis Agriculturae, Universitatis Ashit, provinciae Ashit, Aegypti, alitae sunt. Aves in caveis singulis (30 x 40 x 40 cm) collocatae, programmati lucis (16 horis lucis et 8 horis tenebrarum) subiectae, et cibo continenti 160 g proteini crudi, 2800 kcal energiae metabolizabilis, 35 g calcii singuli, pascebantur. 5 grammata phosphori praesto per kilogramma victus.
Secundum data 36 et 37, semen a maribus per massage abdominis collectum est. In summa, 45 exempla seminis a 15 viris per 3 dies collecta sunt. Semen (n = 15/die) statim 1:1 (v:v) dilutum est cum Belsville Poultry Semen Diluent, quod continet kalii diphosphatem (1.27 g), mononatrii glutamatum monohydratum (0.867 g), fructosum (0.5 d), natrii acetatum anhydricum (0.43 g), tris(hydroxymethyl)aminomethanum (0.195 g), kalii citratum monohydratum (0.064 g), kalium monophosphatum (0.065 g), magnesii chloridum (0.034 g) et H₂O (100 ml), pH = 7,5, osmolaritas 333 mOsm/kg₂. Exempla seminis diluti primum sub microscopio lucido examinata sunt ut bona qualitas seminis (humiditas) confirmaretur, deinde in balneo aquae ad 37°C conservata sunt donec intra semihoram a collectione adhibita essent.
Kinematica et rheologia spermatozoorum describuntur per systema instrumentorum microfluidicorum. Exempla seminis ulterius ad 1:40 diluta sunt in Beltsville Avian Semen Diluent, in instrumentum microfluidicum immissa (vide infra), et parametri cinetici determinati sunt per systema Analyseos Seminis Computatralis (CASA) antea elaboratum ad characterizationem microfluidicam. Studium de mobilitate spermatozoorum in mediis liquidis (Department of Mechanical Engineering, Faculty of Engineering, Assiut University, Egypt). Instrumentum insertum (plugin) depromi potest apud: http://www.assiutmicrofluidics.com/research/casa39. Velocitas curvae (VCL, μm/s), velocitas linearis (VSL, μm/s) et velocitas trajectoriae mediae (VAP, μm/s) mensuratae sunt. Videos spermatozoorum capti sunt per microscopium inversum Optika XDS-3 phasium contrast (cum obiectivo 40x) connexum camerae Tucson ISH1000 ad 30 fps per 3 s. Utere programmate CASA ad studendas saltem tres areas et quingentas trajectorias spermatozoidorum per specimen. Video captum processum est utens CASA domestico facto. Definitio motus in extensione CASA fundatur in celeritate natationis spermatozoidorum comparata cum celeritate fluxus, nec includit alios parametros sicut motum laterale, cum hoc certius inventum sit in fluxu fluidi. Motus rheologicus describitur ut motus cellularum spermatozoidorum contra directionem fluxus fluidi. Spermatozoa cum proprietatibus rheologicis divisi sunt per numerum spermatozoidorum mobilium; spermatozoa quae quiescebant et convective movebantur ex numeratione exclusa sunt.
Omnes chemicae materiae adhibitae, nisi aliter notetur, ab Elgomhoria Pharmaceuticals (Cairo, Aegypto) emptae sunt. Instrumentum fabricatum est ut ab El-sherry et al. descriptum est 40 cum quibusdam modificationibus. Materiae ad microcanales fabricandos adhibitae incluserunt laminas vitreas (Howard Glass, Worcester, MA), SU-8-25 negativa resistentia (MicroChem, Newton, CA), alcohol diacetonicum (Sigma Aldrich, Steinheim, Germania), et polyacetonum.-184, Dow Corning, Midland, Michigan). Microcanales fabricantur lithographia molli. Primo, larva faciei protectiva pellucida cum desiderato designio microcanalium impressa est in typographo altae resolutionis (Prismatic, Cairo, Aegypto et Pacific Arts and Design, Markham, ON). Exemplaria facta sunt utens laminis vitreis ut substratis. Laminae purgatae sunt in acetono, isopropanolo et aqua deionizata et deinde strato 20 µm SU8-25 per rotationem (3000 rpm, 1 min) obductae. Strata SU-8 deinde leniter siccantur (65°C, 2 min et 95°C, 10 min) et radiationi UV per 50 s exposita sunt. Post expositionem, coquuntur ad 65°C et 95°C per 1 min et 4 min ut strata SU-8 exposita reticularentur, deinde in alcohole diacetonico per 6.5 min explicantur. Crustula in coquo duro (200°C per 15 min) ut stratum SU-8 ulterius solidificetur.
PDMS paratum est per mixturam monomeri et duriorem in proportione ponderis 10:1, deinde in exsiccatore vacuo degassatum et in structuram principalem SU-8 infusum. PDMS in furno (120°C, 30 min) curatum est, tum canales excisi, a principali separati, et perforati sunt ut tubi ad introitum et exitum microcanalis adnecti possent. Denique, microcanales PDMS laminis microscopicis perpetuo adfixi sunt utens processore coronae portatili (Electro-Technic Products, Chicago, IL) ut alibi descriptum est. Microcanalis in hoc studio adhibitus 200 µm × 20 µm (L × A) metitur et 3.6 cm longus est.
Fluxus fluidi a pressione hydrostatica intra microcanalem inductus perficitur servando gradum fluidi in receptaculo influxionis supra differentiam altitudinis Δh39 in receptaculo exitus (Fig. 1).
ubi f est coefficiens frictionis, definitus ut f = C/Re pro fluxu laminari in canali rectangulari, ubi C est constans pendens a ratione dimensionum canalis, L est longitudo microcanalis, Vav est velocitas media intra microcanalem, Dh est diameter hydraulicus canalis, g – acceleratio gravitatis. Hac aequatione utens, velocitas media canalis calculari potest utens aequatione sequenti: