Благодарим вас за посещение сайта Nature.com. Версия вашего браузера имеет ограниченную поддержку CSS. Для наилучшего взаимодействия с сайтом мы рекомендуем использовать обновленную версию браузера (или отключить режим совместимости в Internet Explorer). В настоящее время, для обеспечения дальнейшей поддержки, мы будем отображать сайт без стилей и JavaScript.
Микробная коррозия (МИК) является серьезной проблемой во многих отраслях промышленности, поскольку может привести к огромным экономическим потерям. Супердуплексная нержавеющая сталь 2707 (2707 HDSS) используется в морской среде благодаря своей превосходной химической стойкости. Однако ее устойчивость к МИК экспериментально не была продемонстрирована. В данном исследовании изучалось поведение 2707 HDSS при МИК, вызываемой морской аэробной бактерией Pseudomonas aeruginosa. Электрохимический анализ показал, что в присутствии биопленки Pseudomonas aeruginosa в среде 2216E наблюдалось положительное изменение потенциала коррозии и увеличение плотности тока коррозии. Рентгеновская фотоэлектронная спектроскопия (РФЭС) показала снижение содержания хрома на поверхности образца под биопленкой. Анализ изображений ямок показал, что биопленка P. aeruginosa образовала максимальную глубину ямок 0,69 мкм за 14 дней инкубации. Хотя это и небольшой показатель, он указывает на что штамм 2707 HDSS не обладает полной устойчивостью к МИК биопленок P. aeruginosa.
Дуплексные нержавеющие стали (ДНС) широко используются в различных отраслях промышленности благодаря идеальному сочетанию превосходных механических свойств и коррозионной стойкости1,2. Однако локальная точечная коррозия все же происходит, что влияет на целостность этой стали3,4. ДНС не устойчивы к микробной коррозии (МИК)5,6. Несмотря на широкий спектр применения ДНС, все еще существуют среды, где коррозионная стойкость ДНС недостаточна для длительного использования. Это означает, что требуются более дорогие материалы с более высокой коррозионной стойкостью. Чон и др.7 обнаружили, что даже супердуплексные нержавеющие стали (СДНС) имеют некоторые ограничения с точки зрения коррозионной стойкости. Поэтому в некоторых областях применения требуются супердуплексные нержавеющие стали (ГДНС) с более высокой коррозионной стойкостью. Это привело к разработке высоколегированных ГДНС.
Коррозионная стойкость дуплексной нержавеющей стали (ДНС) зависит от соотношения альфа- и гамма-фаз и обедненных хромом, молибденом и вольфрамом областей 8, 9, 10, прилегающих ко второй фазе. Высокопрочная нержавеющая сталь (ВНС) содержит высокое содержание хрома, молибдена и азота, поэтому она обладает превосходной коррозионной стойкостью и высоким значением (45-50) эквивалентного числа стойкости к питтинговой коррозии (PREN), определяемым как мас.% Cr + 3,3 (мас.% Mo + 0,5 мас.% W) + 16 мас.% N. Ее превосходная коррозионная стойкость обусловлена ​​сбалансированным составом, содержащим приблизительно 50% феррита (α) и 50% аустенита (γ). ВНС обладает лучшими механическими свойствами и более высокой стойкостью, чем обычная ДНС.13. Хлоридная коррозия. Улучшенная коррозионная стойкость расширяет применение ВНС в более агрессивных хлоридных средах, таких как морская среда.
Микробиологическая коррозия (МИК) является серьезной проблемой во многих отраслях промышленности, таких как нефтегазовая и водохозяйственная отрасли14. На долю МИК приходится 20% всех коррозионных повреждений15. МИК — это биоэлектрохимическая коррозия, которая может наблюдаться во многих средах. Биопленки, образующиеся на металлических поверхностях, изменяют электрохимические условия, тем самым влияя на процесс коррозии. Широко распространено мнение, что МИК-коррозия вызывается биопленками. Электрогенные микроорганизмы вызывают коррозию металлов для получения энергии, необходимой для выживания17. Недавние исследования МИК показали, что внеклеточный перенос электронов (ВПЭ) является лимитирующим фактором в МИК, вызываемой электрогенными микроорганизмами. Чжан и др.18 продемонстрировали, что электронные медиаторы ускоряют перенос электронов между клетками Desulfovibrio sessificans и нержавеющей сталью 304, что приводит к более сильной МИК-коррозии. Эннинг и др.19 и Венцлафф и др.20 показали, что коррозионные биопленки сульфатредуцирующих бактерий (СРБ) могут напрямую поглощать электроны из металлических субстратов, что приводит к сильной точечной коррозии.
Известно, что DSS подвержен МИК в средах, содержащих сульфатредуцирующие бактерии (СРБ), железоредуцирующие бактерии (ЖДБ) и т. д. 21. Эти бактерии вызывают локальное образование ямок на поверхностях DSS под биопленками22,23. В отличие от DSS, МИК HDSS24 изучена недостаточно.
Pseudomonas aeruginosa — это грамотрицательная подвижная палочковидная бактерия, широко распространенная в природе25. Pseudomonas aeruginosa также является основной группой микроорганизмов в морской среде, вызывая микробиологическую коррозию стали. Pseudomonas принимает непосредственное участие в процессах коррозии и признана пионерным колонизатором во время образования биопленок. Махат и др.28 и Юань и др.29 продемонстрировали, что Pseudomonas aeruginosa имеет тенденцию увеличивать скорость коррозии низкоуглеродистой стали и сплавов в водной среде.
Основная цель данной работы заключалась в исследовании микробиологически индуцированных (МИК) свойств стали 2707 HDSS, вызванных морской аэробной бактерией Pseudomonas aeruginosa, с использованием электрохимических методов, методов анализа поверхности и анализа продуктов коррозии. Для изучения МИК-поведения стали 2707 HDSS были проведены электрохимические исследования, включая определение потенциала разомкнутой цепи (OCP), линейного поляризационного сопротивления (LPR), электрохимической импедансной спектроскопии (EIS) и динамической поляризации потенциала. Для определения химических элементов на корродированной поверхности был проведен энергодисперсионный спектрометр (EDS). Кроме того, для определения стабильности пассивации оксидной пленки под воздействием морской среды, содержащей Pseudomonas aeruginosa, был использован рентгеноэлектронный спектроскопический анализ (XPS). Глубина ямок измерялась с помощью конфокального лазерного сканирующего микроскопа (CLSM).
В таблице 1 приведен химический состав стали 2707 HDSS. В таблице 2 показано, что сталь 2707 HDSS обладает превосходными механическими свойствами с пределом текучести 650 МПа. На рисунке 1 показана оптическая микроструктура стали 2707 HDSS, подвергнутой термической обработке раствором. В микроструктуре, содержащей около 50% аустенита и 50% феррита, видны вытянутые полосы аустенитной и ферритной фаз без вторичных фаз.
На рисунке 2a показаны данные о потенциале разомкнутой цепи (Eocp) в зависимости от времени воздействия для 2707 HDSS в абиотической среде 2216E и бульоне P. aeruginosa в течение 14 дней при 37 °C. Видно, что наибольшее и значительное изменение Eocp происходит в течение первых 24 часов. Значения Eocp в обоих случаях достигли пика в -145 мВ (относительно SCE) примерно через 16 часов, а затем резко снизились, достигнув -477 мВ (относительно SCE) и -236 мВ (относительно SCE) для абиотического образца и P соответственно. Образцы Pseudomonas aeruginosa, соответственно. Через 24 часа значение Eocp для 2707 HDSS для P. aeruginosa оставалось относительно стабильным на уровне -228 мВ (относительно SCE), в то время как соответствующее значение для небиологических образцов составляло приблизительно -442 мВ (относительно SCE). Значение Eocp в присутствии P. aeruginosa было довольно низким.
Электрохимическое тестирование 2707 образцов HDSS в абиотической среде и бульоне Pseudomonas aeruginosa при 37 °C:
(a) Eocp как функция времени экспозиции, (b) поляризационные кривые на 14-й день, (c) Rp как функция времени экспозиции и (d) icorr как функция времени экспозиции.
В таблице 3 приведены значения параметров электрохимической коррозии 2707 образцов HDSS, подвергнутых воздействию абиотической среды и среды, инокулированной Pseudomonas aeruginosa, в течение 14 дней. Касательные анодной и катодной кривых были экстраполированы для получения точек пересечения, дающих плотность тока коррозии (icorr), потенциал коррозии (Ecorr) и наклоны Тафеля (βα и βc) в соответствии со стандартными методами30,31.
Как показано на рисунке 2b, смещение кривой для P. aeruginosa вверх привело к увеличению Ecorr по сравнению с абиотической кривой. Значение icorr, пропорциональное скорости коррозии, увеличилось до 0,328 мкА·см⁻² в образце Pseudomonas aeruginosa, что в четыре раза больше, чем в небиологическом образце (0,087 мкА·см⁻²).
LPR — это классический неразрушающий электрохимический метод для быстрого анализа коррозии. Он также использовался для изучения MIC32. На рисунке 2c показано поляризационное сопротивление (Rp) в зависимости от времени воздействия. Более высокое значение Rp означает меньшую коррозию. В течение первых 24 часов Rp образца 2707 HDSS достигло максимального значения 1955 кОм·см² для абиотических образцов и 1429 кОм·см² для образцов с Pseudomonas aeruginosa. На рисунке 2c также показано, что значение Rp быстро снизилось через сутки, а затем оставалось относительно неизменным в течение следующих 13 дней. Значение Rp для образца с Pseudomonas aeruginosa составляет около 40 кОм·см², что значительно ниже значения 450 кОм·см² для небиологического образца.
Значение icorr пропорционально скорости равномерной коррозии. Его значение можно рассчитать по следующему уравнению Штерна-Гири:
В соответствии с работой Zou et al. 33, типичное значение наклона Тафеля B в данной работе было принято равным 26 мВ/дек. На рисунке 2d показано, что значение icorr небиологического образца 2707 оставалось относительно стабильным, в то время как значение icorr образца P. aeruginosa сильно колебалось после первых 24 часов. Значения icorr образцов P. aeruginosa были на порядок выше, чем у небиологических контрольных образцов. Эта тенденция согласуется с результатами измерения поляризационного сопротивления.
Электрохимическая импедансная спектроскопия (ЭИС) — еще один неразрушающий метод, используемый для характеристики электрохимических реакций на корродированных поверхностях. Измерялись импедансные спектры и рассчитанные значения емкости образцов, подвергнутых воздействию абиотической среды и раствора Pseudomonas aeruginosa, сопротивление Rb пассивной пленки/биопленки, образованной на поверхности образца, сопротивление переноса заряда Rct, емкость электрического двойного слоя (ЭДС) Cdl и параметры элемента постоянной фазы (ЭПП) QCPE. Эти параметры далее анализировались путем аппроксимации данных с использованием модели эквивалентной схемы (ЭСС).
На рисунке 3 показаны типичные диаграммы Найквиста (a и b) и диаграммы Боде (a' и b') для 2707 образцов HDSS в абиотической среде и бульоне P. aeruginosa при различном времени инкубации. Диаметр кольца Найквиста уменьшается в присутствии Pseudomonas aeruginosa. Диаграмма Боде (рис. 3b') показывает увеличение величины полного импеданса. Информация о постоянной времени релаксации может быть получена из фазовых максимумов. На рисунке 4 показаны физические структуры на основе монослоя (a) и бислоя (b) и соответствующие им ЭЭК. В модель ЭЭК введен CPE. Его проводимость и импеданс выражаются следующим образом:
Две физические модели и соответствующие эквивалентные схемы для аппроксимации спектра импеданса образца 2707 HDSS:
где Y0 — величина CPE, j — мнимая единица или (-1)1/2, ω — угловая частота, а n — показатель степени CPE, меньший единицы35. Величина, обратная сопротивлению переноса заряда (т.е. 1/Rct), соответствует скорости коррозии. Меньшее значение Rct означает более высокую скорость коррозии27. После 14 дней инкубации значение Rct образцов Pseudomonas aeruginosa достигло 32 кОм·см2, что значительно меньше, чем 489 кОм·см2 у небиологических образцов (таблица 4).
Изображения, полученные с помощью конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (CLSM) и сканирующей электронной микроскопии (SEM), на рисунке 5 четко показывают, что биопленка на поверхности образца 2707 HDSS через 7 дней имеет высокую плотность. Однако через 14 дней биопленка стала менее плотной, и появились некоторые мертвые клетки. В таблице 5 показана толщина биопленки на образцах 2707 HDSS после воздействия P. aeruginosa в течение 7 и 14 дней. Максимальная толщина биопленки изменилась с 23,4 мкм через 7 дней до 18,9 мкм через 14 дней. Средняя толщина биопленки также подтвердила эту тенденцию. Она уменьшилась с 22,2 ± 0,7 мкм через 7 дней до 17,8 ± 1,0 мкм через 14 дней.
(a) Трехмерное изображение, полученное с помощью конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (КЛСМ), через 7 дней, (b) Трехмерное изображение, полученное с помощью КЛСМ, через 14 дней, (c) Изображение, полученное с помощью сканирующего электронного микроскопа (СЭМ), через 7 дней и (d) Изображение, полученное с помощью СЭМ, через 14 дней.
Метод EDS выявил наличие химических элементов в биопленках и продуктах коррозии на образцах, подвергнутых воздействию P. aeruginosa в течение 14 дней. На рисунке 6 показано, что содержание C, N, O и P в биопленках и продуктах коррозии значительно выше, чем в чистых металлах, поскольку эти элементы связаны с биопленками и их метаболитами. Микроорганизмам необходимы лишь следовые количества хрома и железа. Высокий уровень Cr и Fe в биопленках и продуктах коррозии на поверхности образцов указывает на то, что металлическая матрица потеряла элементы в результате коррозии.
Через 14 дней в среде 2216E наблюдалось образование ямок как с наличием, так и без наличия P. aeruginosa. До инкубации поверхность образцов была гладкой и без дефектов (рис. 7а). После инкубации и удаления биопленки и продуктов коррозии самые глубокие ямки на поверхности образцов были исследованы с помощью конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (КЛСМ), как показано на рисунках 7b и 7c. На поверхности небиологических контрольных образцов явных ямок не обнаружено (максимальная глубина ямок 0,02 мкм). Максимальная глубина ямок, вызванных Pseudomonas aeruginosa, составила 0,52 мкм через 7 дней и 0,69 мкм через 14 дней. На основе средней максимальной глубины ямок 3 образцов (для каждого образца было выбрано 10 значений максимальной глубины ямок) она достигла 0,42 ± 0,12 мкм и 0,52 ± 0,15 мкм соответственно. мкм, соответственно (таблица 5). Эти значения глубины ямок невелики, но важны.
(a) До воздействия, (b) 14 дней в абиотической среде и (c) 14 дней в бульоне Pseudomonas aeruginosa.
На рисунке 8 показаны спектры РФЭС различных поверхностей образцов, а химический состав, проанализированный для каждой поверхности, суммирован в таблице 6. В таблице 6 атомные проценты Fe и Cr в присутствии P. aeruginosa (образцы A и B) были значительно ниже, чем в небиологических контрольных образцах (образцы C и D). Для образца P. aeruginosa спектральная кривая основного уровня Cr 2p была аппроксимирована четырьмя пиковыми компонентами со значениями энергии связи (BE) 574,4, 576,6, 578,3 и 586,8 эВ, которые можно отнести к Cr, Cr2O3, CrO3 и Cr(OH)3 соответственно (рис. 9a и b). Для небиологических образцов спектр основного уровня Cr 2p содержит два основных пика для Cr (573,80 эВ для BE) и Cr2O3 (575,90 эВ для энергии связи) на рис. 9c и d соответственно. Наиболее заметное различие между абиотическими образцами и образцами P. aeruginosa заключалось в присутствии Cr6+ и более высокой относительной доли Cr(OH)3 (энергия связи 586,8 эВ) под биопленкой.
Широкие спектры XPS поверхности образца 2707 HDSS в двух средах соответствуют 7 и 14 дням соответственно.
(a) 7 дней воздействия P. aeruginosa, (b) 14 дней воздействия P. aeruginosa, (c) 7 дней в абиотической среде и (d) 14 дней в абиотической среде.
HDSS демонстрирует высокий уровень коррозионной стойкости в большинстве сред. Ким и др.² сообщили, что UNS S32707 HDSS был определен как высоколегированная DSS с PREN более 45. Значение PREN образца 2707 HDSS в данной работе составило 49. Это объясняется высоким содержанием хрома, а также высоким содержанием молибдена и никеля, что благоприятно в кислых средах и средах с высоким содержанием хлоридов. Кроме того, хорошо сбалансированный состав и бездефектная микроструктура способствуют структурной стабильности и коррозионной стойкости. Однако, несмотря на превосходную химическую стойкость, экспериментальные данные в данной работе показывают, что 2707 HDSS не полностью защищен от МИК биопленок P. aeruginosa.
Электрохимические результаты показали, что скорость коррозии 2707 HDSS в бульоне P. aeruginosa значительно увеличилась через 14 дней по сравнению с небиологической средой. На рисунке 2a наблюдалось снижение Eocp как в абиотической среде, так и в бульоне P. aeruginosa в течение первых 24 часов. После этого биопленка полностью покрыла поверхность образца, и Eocp стал относительно стабильным36. Однако уровень биологического Eocp был значительно выше, чем уровень небиологического Eocp. Есть основания полагать, что это различие обусловлено образованием биопленки P. aeruginosa. На рисунке 2d в присутствии P. aeruginosa значение icorr для 2707 HDSS достигло 0,627 мкА·см⁻², что на порядок выше, чем у абиотического контроля (0,063 мкА·см⁻²), что согласуется со значением Rct, измеренным методом EIS. В течение первых В течение нескольких дней значения импеданса в бульоне P. aeruginosa увеличивались из-за прикрепления клеток P. aeruginosa и образования биопленок. Однако, когда биопленка полностью покрывает поверхность образца, импеданс уменьшается. Защитный слой подвергается атаке в первую очередь из-за образования биопленок и их метаболитов. Поэтому коррозионная стойкость со временем снижалась, а прикрепление P. aeruginosa вызывало локализованную коррозию. Тенденции в абиотических средах были иными. Коррозионная стойкость небиологического контроля была значительно выше, чем соответствующее значение образцов, подвергнутых воздействию бульона P. aeruginosa. Кроме того, для абиотических образцов значение Rct для 2707 HDSS достигло 489 кОм·см² на 14-й день, что в 15 раз превышало значение Rct (32 кОм·см²) в присутствии P. aeruginosa. Таким образом, 2707 HDSS обладает превосходной коррозионной стойкостью в стерильной среде. но не устойчив к воздействию МИК, вызываемому биопленками P. aeruginosa.
Эти результаты также можно наблюдать на поляризационных кривых на рис. 2b. Анодное разветвление было связано с образованием биопленки Pseudomonas aeruginosa и реакциями окисления металла. В то же время катодная реакция представляет собой восстановление кислорода. Присутствие P. aeruginosa значительно увеличило плотность коррозионного тока, примерно на порядок выше, чем в абиотическом контроле. Это указывает на то, что биопленка P. aeruginosa усиливает локализованную коррозию стали 2707 HDSS. Юань и др.29 обнаружили, что плотность коррозионного тока сплава 70/30 Cu-Ni увеличилась при воздействии биопленки P. aeruginosa. Это может быть связано с биокатализом восстановления кислорода биопленками Pseudomonas aeruginosa. Это наблюдение также может объяснить МИК стали 2707 HDSS в данной работе. Аэробные биопленки также могут содержать меньше кислорода под собой. Следовательно, неспособность повторно пассивировать поверхность металла кислородом может быть одним из факторов, способствующих МИК. в этой работе.
Дикинсон и др. 38 предположили, что скорость химических и электрохимических реакций может напрямую зависеть от метаболической активности прикрепленных бактерий на поверхности образца и природы продуктов коррозии. Как показано на рисунке 5 и в таблице 5, как количество клеток, так и толщина биопленки уменьшились через 14 дней. Это можно разумно объяснить тем, что через 14 дней большинство прикрепленных клеток на поверхности 2707 HDSS погибли из-за истощения питательных веществ в среде 2216E или высвобождения токсичных ионов металлов из матрицы 2707 HDSS. Это является ограничением экспериментов в пакетном режиме.
В данной работе биопленка P. aeruginosa способствовала локальному истощению Cr и Fe под биопленкой на поверхности 2707 HDSS (рис. 6). В таблице 6 показано снижение содержания Fe и Cr в образце D по сравнению с образцом C, что указывает на то, что растворенные Fe и Cr, вызванные биопленкой P. aeruginosa, сохранялись более первых 7 дней. Среда 2216E используется для моделирования морской среды. Она содержит 17700 ppm Cl-, что сопоставимо с содержанием Cl- в природной морской воде. Присутствие 17700 ppm Cl- было основной причиной снижения содержания Cr в абиотических образцах, проанализированных методом XPS через 7 и 14 дней. По сравнению с образцами P. aeruginosa, растворение Cr в абиотических образцах было значительно меньше из-за высокой устойчивости 2707 HDSS к Cl− в абиотической среде. На рисунке 9 показано присутствие Cr6+ в пассивации возможно, она участвует в удалении хрома с поверхностей стали биопленками P. aeruginosa, как предполагают Чен и Клейтон.
Вследствие роста бактерий значения pH среды до и после культивирования составляли 7,4 и 8,2 соответственно. Следовательно, коррозия органическими кислотами под биопленкой P. aeruginosa вряд ли является фактором, способствующим данной работе, из-за относительно высокого pH в основной среде. pH небиологической контрольной среды существенно не изменился (с начального значения 7,4 до конечного 7,5) в течение 14-дневного периода тестирования. Повышение pH в инокуляционной среде после инкубации было обусловлено метаболической активностью P. aeruginosa и, как было установлено, оказывало такое же влияние на pH в отсутствие тест-полосок.
Как показано на рисунке 7, максимальная глубина ямок, образованных биопленкой P. aeruginosa, составила 0,69 мкм, что значительно больше, чем в абиотической среде (0,02 мкм). Это согласуется с описанными выше электрохимическими данными. Глубина ямок 0,69 мкм более чем в десять раз меньше значения 9,5 мкм, указанного для 2205 DSS в тех же условиях. Эти данные показывают, что 2707 HDSS обладает лучшей устойчивостью к МИК по сравнению с 2205 DSS. Это не должно вызывать удивления, поскольку 2707 HDSS имеет более высокое содержание хрома, обеспечивая более длительную пассивацию благодаря сбалансированной фазовой структуре без вредных вторичных осадков, что затрудняет депассивацию P. aeruginosa и затенение начальных точек.
В заключение, на поверхности стали 2707 HDSS в среде с P. aeruginosa были обнаружены точечные повреждения, вызванные МИК, по сравнению с незначительными повреждениями в абиотической среде. Эта работа показывает, что сталь 2707 HDSS обладает лучшей устойчивостью к МИК, чем сталь 2205 DSS, но она не полностью защищена от МИК из-за биопленки P. aeruginosa. Эти результаты помогают в выборе подходящих нержавеющих сталей и оценке срока службы для морской среды.
Образец стали 2707 HDSS предоставлен Школой металлургии Северо-восточного университета (NEU) в Шэньяне, Китай. Элементный состав стали 2707 HDSS, проанализированный отделом анализа и испытаний материалов NEU, представлен в таблице 1. Все образцы подвергались термической обработке при 1180 °C в течение 1 часа. Перед коррозионными испытаниями образцы стали 2707 HDSS в форме монеты с площадью верхней открытой поверхности 1 см² были отполированы до зернистости 2000 наждачной бумагой из карбида кремния, а затем дополнительно отполированы суспензией порошка Al₂O₃ с размером частиц 0,05 мкм. Боковые и нижняя стороны были защищены инертной краской. После сушки образцы промывали стерильной деионизированной водой и стерилизовали 75% (об/об) этанолом в течение 0,5 ч. Затем их сушили на воздухе под ультрафиолетовым (УФ) светом в течение 0,5 ч перед использованием.
Морской штамм Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 был приобретен в Сямэньском центре коллекций морских культур (MCCC), Китай. Pseudomonas aeruginosa выращивали в аэробных условиях при 37°C в колбах объемом 250 мл и электрохимических стеклянных ячейках объемом 500 мл с использованием жидкой среды Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Циндао, Китай). Состав среды (г/л): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0,016 NH3, 0,016 NH3. 0,016 NaH2PO4, 5,0 пептона, 1,0 дрожжевого экстракта и 0,1 цитрата железа. Автоклавировать при 121°C в течение 20 минут перед инокуляцией. Подсчитать количество сидячих и планктонных клеток с помощью гемоцитометра под световым микроскопом при увеличении 400X. Начальная концентрация планктонных клеток Pseudomonas aeruginosa сразу после инокуляции составляла приблизительно 10⁶ клеток/мл.
Электрохимические исследования проводились в классической трехэлектродной стеклянной ячейке со средним объемом 500 мл. Платиновый лист и насыщенный каломельный электрод (СКЭ) были соединены с реактором через капилляры Луггина, заполненные солевыми мостиками, и служили соответственно противоэлектродом и электродом сравнения. Для изготовления рабочих электродов к каждому образцу прикрепляли медную проволоку в резиновой оболочке и покрывали эпоксидной смолой, оставляя около 1 см² открытой односторонней поверхности для рабочего электрода. Во время электрохимических измерений образцы помещали в среду 2216E и поддерживали при постоянной температуре инкубации (37 °C) в водяной бане. Данные OCP, LPR, EIS и динамической поляризации потенциала измеряли с помощью потенциостата Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., США). Тесты LPR регистрировали со скоростью сканирования 0,125 мВ с⁻¹ в диапазоне от -5 до 5 мВ с Eocp и частотой дискретизации 1 Гц. EIS проводили Синусоидальный сигнал подавался в диапазоне частот от 0,01 до 10 000 Гц при напряжении 5 мВ в установившемся режиме Eocp. Перед сканированием потенциала электроды находились в режиме разомкнутой цепи до достижения стабильного значения потенциала свободной коррозии. Затем были построены поляризационные кривые в диапазоне от -0,2 до 1,5 В относительно Eocp со скоростью сканирования 0,166 мВ/с. Каждый тест повторялся 3 раза с наличием и без наличия P. aeruginosa.
Образцы для металлографического анализа были механически отполированы влажной карбидокремниевой бумагой с зернистостью 2000, а затем дополнительно отполированы суспензией порошка Al2O3 с размером частиц 0,05 мкм для оптического наблюдения. Металлографический анализ проводился с использованием оптического микроскопа. Образцы были протравлены 10%-ным раствором гидроксида калия 43.
После инкубации образцы трижды промывали фосфатно-буферным раствором (PBS) (pH 7,4 ± 0,2), а затем фиксировали 2,5% (об/об) раствором глутарового альдегида в течение 10 часов для фиксации биопленок. Затем их обезвоживали с помощью градуированной серии (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% и 100% об/об) этанола перед сушкой на воздухе. Наконец, на поверхность образца наносили методом напыления золотую пленку для обеспечения проводимости для наблюдения с помощью сканирующего электронного микроскопа (СЭМ). Изображения СЭМ фокусировали на участках с наибольшим количеством прикрепленных клеток P. aeruginosa на поверхности каждого образца. Для определения химических элементов проводили анализ методом энергодисперсионной рентгеновской спектроскопии (ЭДС). Для измерения глубины ямок использовали конфокальный лазерный сканирующий микроскоп Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Германия). Для наблюдения коррозионных ямок под биопленкой образец предварительно очищали соответствующим образом. в соответствии с китайским национальным стандартом (CNS) GB/T4334.4-2000 для удаления продуктов коррозии и биопленки с поверхности образца.
Рентгеновская фотоэлектронная спектроскопия (РФЭС, система анализа поверхности ESCALAB250, Thermo VG, США) проводилась с использованием монохроматического источника рентгеновского излучения (линия Kα алюминия с энергией 1500 эВ и мощностью 150 Вт) в широком диапазоне энергий связи 0 при стандартных условиях –1350 эВ. Спектры высокого разрешения регистрировались с энергией пропускания 50 эВ и шагом 0,2 эВ.
Образцы, подвергнутые инкубации, извлекали и осторожно промывали фосфатно-солевым буфером (PBS, pH 7,4 ± 0,2) в течение 15 секунд. Для оценки жизнеспособности бактерий в биопленках на образцах биопленки окрашивали с помощью набора для определения жизнеспособности бактерий LIVE/DEAD BacLight (Invitrogen, Юджин, Орегон, США). Набор содержит два флуоресцентных красителя: зеленый флуоресцентный краситель SYTO-9 и красный флуоресцентный краситель пропидиум йодид (PI). Под конфокальным лазерным сканирующим микроскопом (CLSM) точки с флуоресцентным зеленым и красным цветом представляют собой живые и мертвые клетки соответственно. Для окрашивания 1 мл смеси, содержащей 3 мкл SYTO-9 и 3 мкл раствора PI, инкубировали в течение 20 минут при комнатной температуре (23 °C) в темноте. После этого окрашенные образцы наблюдали при двух длинах волн (488 нм для живых клеток и 559 нм для мертвых клеток) с помощью микроскопа Nikon. Конфокальный лазерный сканирующий микроскоп (CLSM, C2 Plus, Nikon, Япония). Толщина биопленки измерялась в режиме трехмерного сканирования.
Как цитировать эту статью: Ли, Х. и др. Микробная коррозия супердуплексной нержавеющей стали 2707 морской биопленкой Pseudomonas aeruginosa. Science.Rep. 6, 20190; doi: 10.1038/srep20190 (2016).
Занотто, Ф., Грасси, В., Бальбо, А., Монтичелли, К. и Зукки, Ф. Коррозионное растрескивание под напряжением дуплексной нержавеющей стали LDX 2101 в хлоридном растворе в присутствии тиосульфата. coros.science.80, 205–212 (2014).
Ким, С.Т., Чан, С.Х., Ли, И.С. и Пак, Ю.С. Влияние термообработки и азота в защитном газе на стойкость к точечной коррозии сварных швов из супердуплексной нержавеющей стали. Коррозионная наука.53, 1939–1947 (2011).
Ши, Х., Авчи, Р., Гейзер, М. и Левандовски, З. Сравнительное химическое исследование микробной и электрохимически индуцированной точечной коррозии нержавеющей стали 316L. coros.science.45, 2577–2595 (2003).
Луо, Х., Дун, К.Ф., Ли, С.Г. и Сяо, К. Электрохимическое поведение дуплексной нержавеющей стали 2205 в щелочных растворах с различным pH в присутствии хлорида. Electrochim.Journal.64, 211–220 (2012).
Литтл, Б.Дж., Ли, Дж.С. и Рэй, Р.И. Влияние морских биопленок на коррозию: краткий обзор. Electrochim.Journal.54, 2-7 (2008).