Vielen Dank für Ihren Besuch auf Nature.com. Die von Ihnen verwendete Browserversion unterstützt CSS nur eingeschränkt. Für ein optimales Erlebnis empfehlen wir Ihnen, einen aktualisierten Browser zu verwenden (oder den Kompatibilitätsmodus in Internet Explorer zu deaktivieren). Um eine kontinuierliche Unterstützung zu gewährleisten, zeigen wir die Site in der Zwischenzeit ohne Stile und JavaScript an.
Mikrobielle Korrosion (MIC) ist in vielen Branchen ein ernstes Problem, da sie enorme wirtschaftliche Verluste verursachen kann. Superduplex-Edelstahl 2707 (2707 HDSS) wird aufgrund seiner hervorragenden chemischen Beständigkeit in Meeresumgebungen eingesetzt. Seine Beständigkeit gegen MIC wurde jedoch nicht experimentell nachgewiesen. In dieser Studie wurde das MIC-Verhalten von 2707 HDSS, verursacht durch das marine aerobe Bakterium Pseudomonas aeruginosa, untersucht. Elektrochemische Analysen zeigten, dass in Gegenwart eines Pseudomonas aeruginosa-Biofilms im 2216E-Medium eine positive Veränderung des Korrosionspotenzials und eine Erhöhung der Korrosionsstromdichte auftraten. Röntgen-Photoelektronenspektroskopie (XPS) zeigte eine Abnahme des Cr-Gehalts auf der Oberfläche der Probe unter dem Biofilm. Bildanalysen der Vertiefungen zeigten, dass der P. aeruginosa-Biofilm während 14 Tagen Inkubation eine maximale Vertiefungstiefe von 0,69 μm erzeugte. Obwohl dies gering ist, deutet es darauf hin, dass 2707 HDSS ist nicht vollständig immun gegen die MIC von P. aeruginosa-Biofilmen.
Duplex-Edelstähle (DSS) werden aufgrund ihrer idealen Kombination aus hervorragenden mechanischen Eigenschaften und Korrosionsbeständigkeit in zahlreichen Branchen eingesetzt1,2. Es kommt jedoch dennoch zu örtlich begrenzter Lochfraßkorrosion, die die Integrität des Stahls beeinträchtigt3,4. DSS ist nicht beständig gegen mikrobielle Korrosion (MIC)5,6. Trotz des breiten Anwendungsspektrums von DSS gibt es immer noch Umgebungen, in denen die Korrosionsbeständigkeit von DSS für eine langfristige Verwendung nicht ausreicht. Dies bedeutet, dass teurere Materialien mit höherer Korrosionsbeständigkeit erforderlich sind. Jeon et al.7 stellten fest, dass selbst Superduplex-Edelstähle (SDSS) einige Einschränkungen hinsichtlich der Korrosionsbeständigkeit aufweisen. Daher werden für einige Anwendungen Superduplex-Edelstähle (HDSS) mit höherer Korrosionsbeständigkeit benötigt. Dies führte zur Entwicklung von hochlegierten HDSS.
Die Korrosionsbeständigkeit von DSS hängt vom Verhältnis der Alpha- und Gammaphasen und den Cr-, Mo- und W-verarmten Bereichen 8, 9 und 10 neben der zweiten Phase ab. HDSS enthält einen hohen Gehalt an Cr, Mo und N11 und verfügt daher über eine ausgezeichnete Korrosionsbeständigkeit und einen hohen Wert (45–50) der Pitting Resistance Equivalent Number (PREN), der durch Gewichtsprozent Cr + 3,3 (Gewichtsprozent Mo + 0,5 Gewichtsprozent W) + 16 Gewichtsprozent N12 bestimmt wird. Seine ausgezeichnete Korrosionsbeständigkeit beruht auf einer ausgewogenen Zusammensetzung mit etwa 50 % Ferrit- (α) und 50 % Austenit- (γ) Phasen. HDSS verfügt über bessere mechanische Eigenschaften und eine höhere Beständigkeit als herkömmliches DSS13. Eigenschaften gegenüber Chloridkorrosion. Die verbesserte Korrosionsbeständigkeit ermöglicht den Einsatz von HDSS in korrosiveren Chloridumgebungen, wie z. B. Meeresumgebungen.
MICs stellen in vielen Branchen, beispielsweise in der Öl- und Gas- sowie der Wasserversorgung, ein großes Problem dar.14 MIC ist für 20 % aller Korrosionsschäden verantwortlich.15 MIC ist eine bioelektrochemische Korrosion, die in zahlreichen Umgebungen beobachtet werden kann. Auf Metalloberflächen bilden sich Biofilme, die die elektrochemischen Bedingungen verändern und so den Korrosionsprozess beeinflussen. Es gilt allgemein die Ansicht, dass MIC-Korrosion durch Biofilme verursacht wird. Elektrogene Mikroorganismen korrodieren Metalle, um Energie zum Überleben zu gewinnen.17 Jüngste MIC-Studien haben gezeigt, dass EET (extrazellulärer Elektronentransfer) der geschwindigkeitsbegrenzende Faktor bei durch elektrogene Mikroorganismen induziertem MIC ist. Zhang et al. 18 haben gezeigt, dass Elektronenmediatoren den Elektronentransfer zwischen Desulfovibrio sessificans-Zellen und Edelstahl 304 beschleunigen, was zu einem stärkeren MIC-Angriff führt. Enning et al. 19 und Venzlaff et al. 20 zeigten, dass Biofilme aus korrosiven sulfatreduzierenden Bakterien (SRB) Elektronen direkt von Metallsubstraten absorbieren können, was zu schwerer Lochkorrosion führt.
DSS ist bekanntermaßen anfällig für MIC in Umgebungen mit SRB, eisenreduzierenden Bakterien (IRB) usw. 21. Diese Bakterien verursachen örtlich begrenzte Lochfraßbildung auf DSS-Oberflächen unter Biofilmen 22,23. Anders als bei DSS ist über die MIC von HDSS 24 nur wenig bekannt.
Pseudomonas aeruginosa ist ein gramnegatives, bewegliches, stäbchenförmiges Bakterium, das in der Natur weit verbreitet ist25. Pseudomonas aeruginosa ist auch eine wichtige mikrobielle Gruppe in der Meeresumwelt und verursacht MIC an Stahl. Pseudomonas ist eng an Korrosionsprozessen beteiligt und gilt als Pionierbesiedler bei der Biofilmbildung. Mahat et al. 28 und Yuan et al. 29 haben gezeigt, dass Pseudomonas aeruginosa dazu neigt, die Korrosionsrate von Weichstahl und Legierungen in wässrigen Umgebungen zu erhöhen.
Das Hauptziel dieser Arbeit bestand darin, die MIC-Eigenschaften von 2707 HDSS zu untersuchen, die durch das marine aerobe Bakterium Pseudomonas aeruginosa verursacht wurden. Dazu wurden elektrochemische Methoden, oberflächenanalytische Techniken und Korrosionsproduktanalysen eingesetzt. Zur Untersuchung des MIC-Verhaltens von 2707 HDSS wurden elektrochemische Untersuchungen durchgeführt, darunter Leerlaufpotenzial (OCP), linearer Polarisationswiderstand (LPR), elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) und potentielle dynamische Polarisation. Zur Suche nach chemischen Elementen auf der korrodierten Oberfläche wurde eine energiedispersive Spektrometeranalyse (EDS) durchgeführt. Zudem wurde eine Röntgen-Photoelektronenspektroskopie (XPS) durchgeführt, um die Stabilität der Oxidfilmpassivierung unter dem Einfluss einer Meeresumgebung mit Pseudomonas aeruginosa zu bestimmen. Die Lochtiefe wurde unter einem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop (CLSM) gemessen.
Tabelle 1 listet die chemische Zusammensetzung von 2707 HDSS auf. Tabelle 2 zeigt, dass 2707 HDSS hervorragende mechanische Eigenschaften mit einer Streckgrenze von 650 MPa hat. Abbildung 1 zeigt die optische Mikrostruktur von lösungsgeglühtem 2707 HDSS. In der Mikrostruktur, die etwa 50 % Austenit- und 50 % Ferritphasen enthält, sind längliche Bänder aus Austenit- und Ferritphasen ohne Sekundärphasen zu erkennen.
Abbildung 2a zeigt das Leerlaufpotential (Eocp) im Vergleich zur Expositionszeit für 2707 HDSS in abiotischem 2216E-Medium und P. aeruginosa-Brühe für 14 Tage bei 37 °C. Sie zeigt, dass die größte und signifikanteste Änderung des Eocp innerhalb der ersten 24 Stunden auftritt. Die Eocp-Werte erreichten in beiden Fällen nach etwa 16 Stunden einen Höchstwert von -145 mV (vs. SCE) und fielen dann stark ab und erreichten -477 mV (vs. SCE) bzw. -236 mV (vs. SCE) für die abiotische Probe und P. Pseudomonas aeruginosa-Coupons. Nach 24 Stunden war der Eocp-Wert von 2707 HDSS für P. aeruginosa relativ stabil bei -228 mV (vs. SCE), während der entsprechende Wert für nicht-biologische Proben bei etwa -442 mV (vs. SCE) lag. Eocp war in Gegenwart von P. aeruginosa eher niedrig.
Elektrochemische Untersuchung von 2707 HDSS-Proben in abiotischem Medium und Pseudomonas aeruginosa-Brühe bei 37 °C:
(a) Eocp als Funktion der Belichtungszeit, (b) Polarisationskurven am 14. Tag, (c) Rp als Funktion der Belichtungszeit und (d) icorr als Funktion der Belichtungszeit.
Tabelle 3 listet die Werte der elektrochemischen Korrosionsparameter von 2707 HDSS-Proben auf, die 14 Tage lang einem abiotischen Medium und einem mit Pseudomonas aeruginosa beimpften Medium ausgesetzt waren. Die Tangenten der anodischen und kathodischen Kurven wurden extrapoliert, um die Schnittpunkte zu erreichen, die gemäß Standardmethoden30,31 die Korrosionsstromdichte (icorr), das Korrosionspotenzial (Ecorr) und die Tafel-Steigungen (βα und βc) ergaben.
Wie in Abbildung 2b gezeigt, führte die Aufwärtsverschiebung der P. aeruginosa-Kurve zu einem Anstieg von Ecorr im Vergleich zur abiotischen Kurve. Der Icorr-Wert, der proportional zur Korrosionsrate ist, stieg in der Pseudomonas aeruginosa-Probe auf 0,328 μA cm-2, das Vierfache der nicht-biologischen Probe (0,087 μA cm-2).
LPR ist eine klassische zerstörungsfreie elektrochemische Methode zur schnellen Korrosionsanalyse. Sie wurde auch zur Untersuchung von MIC32 verwendet. Abbildung 2c zeigt den Polarisationswiderstand (Rp) als Funktion der Expositionszeit. Ein höherer Rp-Wert bedeutet weniger Korrosion. Innerhalb der ersten 24 Stunden erreichte der Rp von 2707 HDSS einen Maximalwert von 1955 kΩ cm2 für abiotische Proben und 1429 kΩ cm2 für Pseudomonas aeruginosa-Proben. Abbildung 2c zeigt auch, dass der Rp-Wert nach einem Tag schnell abnahm und dann für die nächsten 13 Tage relativ unverändert blieb. Der Rp-Wert der Pseudomonas aeruginosa-Probe beträgt etwa 40 kΩ cm2, was viel niedriger ist als der Wert von 450 kΩ cm2 der nicht-biologischen Probe.
Der icorr-Wert ist proportional zur gleichmäßigen Korrosionsrate. Sein Wert kann mit der folgenden Stern-Geary-Gleichung berechnet werden:
In Anlehnung an Zou et al. 33 wurde in dieser Arbeit ein typischer Wert der Tafel-Steigung B von 26 mV/dec angenommen. Abbildung 2d zeigt, dass der icorr der nicht-biologischen Probe 2707 relativ stabil blieb, während die P. aeruginosa-Probe nach den ersten 24 Stunden stark schwankte. Die icorr-Werte der P. aeruginosa-Proben waren um eine Größenordnung höher als die der nicht-biologischen Kontrollen. Dieser Trend steht im Einklang mit den Ergebnissen zur Polarisationsresistenz.
EIS ist eine weitere zerstörungsfreie Technik zur Charakterisierung elektrochemischer Reaktionen an korrodierten Schnittstellen. Impedanzspektren und berechnete Kapazitätswerte von Proben, die abiotischen Medien und einer Lösung von Pseudomonas aeruginosa ausgesetzt waren, Rb-Widerstand des auf der Oberfläche der Probe gebildeten passiven Films/Biofilms, Rct-Ladungsübertragungswiderstand, Cdl-elektrische Doppelschichtkapazität (EDL) und QCPE-Parameter des konstanten Phasenelements (CPE). Diese Parameter wurden weiter analysiert, indem die Daten mithilfe eines Äquivalenzschaltkreismodells (EEC) angepasst wurden.
Abbildung 3 zeigt typische Nyquist-Diagramme (a und b) und Bode-Diagramme (a' und b') von 2707 HDSS-Proben in abiotischem Medium und P. aeruginosa-Brühe für verschiedene Inkubationszeiten. Der Durchmesser des Nyquist-Rings nimmt in Gegenwart von Pseudomonas aeruginosa ab. Das Bode-Diagramm (Abb. 3b') zeigt eine Zunahme der Gesamtimpedanz. Informationen zur Relaxationszeitkonstante können durch die Phasenmaxima bereitgestellt werden. Abbildung 4 zeigt die auf Monoschicht (a) und Doppelschicht (b) basierenden physikalischen Strukturen und ihre entsprechenden EECs. CPE wird in das EEC-Modell eingeführt. Seine Admittanz und Impedanz werden wie folgt ausgedrückt:
Zwei physikalische Modelle und entsprechende Ersatzschaltbilder zur Anpassung des Impedanzspektrums der 2707 HDSS-Probe:
wobei Y0 die Größe des CPE, j die imaginäre Zahl oder (-1)1/2, ω die Winkelfrequenz und n der CPE-Leistungsindex kleiner als eins ist35. Der Kehrwert des Ladungsübertragungswiderstands (d. h. 1/Rct) entspricht der Korrosionsrate. Ein kleinerer Rct bedeutet eine schnellere Korrosionsrate27. Nach 14 Tagen Inkubation erreichte der Rct der Pseudomonas aeruginosa-Proben 32 kΩ cm2 und war damit viel kleiner als die 489 kΩ cm2 der nicht-biologischen Proben (Tabelle 4).
Die CLSM- und SEM-Bilder in Abbildung 5 zeigen deutlich, dass die Biofilmbedeckung auf der Oberfläche der 2707 HDSS-Probe nach 7 Tagen dicht ist. Nach 14 Tagen war die Biofilmbedeckung jedoch spärlich und es erschienen einige tote Zellen. Tabelle 5 zeigt die Biofilmdicke auf 2707 HDSS-Proben nach 7- und 14-tägiger Exposition gegenüber P. aeruginosa. Die maximale Biofilmdicke änderte sich von 23,4 μm nach 7 Tagen auf 18,9 μm nach 14 Tagen. Auch die durchschnittliche Biofilmdicke bestätigte diesen Trend. Sie verringerte sich von 22,2 ± 0,7 μm nach 7 Tagen auf 17,8 ± 1,0 μm nach 14 Tagen.
(a) 3-D-CLSM-Bild nach 7 Tagen, (b) 3-D-CLSM-Bild nach 14 Tagen, (c) SEM-Bild nach 7 Tagen und (d) SEM-Bild nach 14 Tagen.
EDS zeigte chemische Elemente in Biofilmen und Korrosionsprodukten von Proben, die 14 Tage lang P. aeruginosa ausgesetzt waren. Abbildung 6 zeigt, dass der Gehalt an C, N, O und P in Biofilmen und Korrosionsprodukten viel höher ist als in blanken Metallen, da diese Elemente mit Biofilmen und ihren Metaboliten verbunden sind. Mikroben benötigen nur Spuren von Chrom und Eisen. Hohe Konzentrationen von Cr und Fe im Biofilm und den Korrosionsprodukten auf der Oberfläche der Proben weisen darauf hin, dass die Metallmatrix durch Korrosion Elemente verloren hat.
Nach 14 Tagen wurden Lochfraßbildungen mit und ohne P. aeruginosa im Medium 2216E beobachtet. Vor der Inkubation war die Probenoberfläche glatt und fehlerfrei (Abb. 7a). Nach der Inkubation und Entfernung von Biofilm und Korrosionsprodukten wurden die tiefsten Löcher auf der Oberfläche der Proben unter CLSM untersucht, wie in Abb. 7b und c dargestellt. Auf der Oberfläche der nicht-biologischen Kontrollproben wurden keine offensichtlichen Löcher gefunden (maximale Lochtiefe 0,02 μm). Die durch Pseudomonas aeruginosa verursachte maximale Lochtiefe betrug nach 7 Tagen 0,52 μm und nach 14 Tagen 0,69 μm, basierend auf der durchschnittlichen maximalen Lochtiefe von 3 Proben (für jede Probe wurden 10 maximale Lochtiefenwerte ausgewählt), die 0,42 ± 0,12 μm bzw. 0,52 ± 0,15 μm erreichten (Tabelle 5). Die Werte für die Grubentiefe sind gering, aber wichtig.
(a) Vor der Exposition, (b) 14 Tage im abiotischen Medium und (c) 14 Tage in Pseudomonas aeruginosa-Brühe.
Abbildung 8 zeigt die XPS-Spektren verschiedener Probenoberflächen. Die für jede Oberfläche analysierten chemischen Zusammensetzungen sind in Tabelle 6 zusammengefasst. In Tabelle 6 waren die Atomprozentsätze von Fe und Cr in Gegenwart von P. aeruginosa (Proben A und B) viel niedriger als die der nicht-biologischen Kontrollproben (Proben C und D). Für die P. aeruginosa-Probe wurde die Cr 2p-Kernniveau-Spektralkurve an vier Peakkomponenten mit Bindungsenergiewerten (BE) von 574,4, 576,6, 578,3 und 586,8 eV angepasst, die Cr, Cr2O3, CrO3 bzw. Cr(OH)3 zugeordnet werden können (Abb. 9a und b). Für nicht-biologische Proben enthält das Cr 2p-Kernniveauspektrum zwei Hauptpeaks für Cr (573,80 eV für BE) und Cr2O3 (575,90 eV für BE) in Abb. 9c und d. Der auffälligste Unterschied zwischen den abiotischen und den P. aeruginosa-Proben war das Vorhandensein von Cr6+ und einem höheren relativen Anteil von Cr(OH)3 (BE von 586,8 eV) unter dem Biofilm.
Die breiten XPS-Spektren der Oberfläche der 2707 HDSS-Probe in den beiden Medien betragen 7 Tage bzw. 14 Tage.
(a) 7 Tage Exposition gegenüber P. aeruginosa, (b) 14 Tage Exposition gegenüber P. aeruginosa, (c) 7 Tage in abiotischem Medium und (d) 14 Tage in abiotischem Medium.
HDSS weist in den meisten Umgebungen eine hohe Korrosionsbeständigkeit auf. Kim et al. 2 berichteten, dass UNS S32707 HDSS als hochlegiertes DSS mit einem PREN von über 45 definiert wurde. Der PREN-Wert der 2707 HDSS-Probe in dieser Arbeit betrug 49. Dies ist auf seinen hohen Chromgehalt und die hohen Molybdän- und Ni-Werte zurückzuführen, die in sauren und chloridreichen Umgebungen von Vorteil sind. Darüber hinaus sind eine ausgewogene Zusammensetzung und eine fehlerfreie Mikrostruktur nützlich für die strukturelle Stabilität und Korrosionsbeständigkeit. Trotz seiner ausgezeichneten chemischen Beständigkeit deuten die experimentellen Daten in dieser Arbeit jedoch darauf hin, dass 2707 HDSS nicht vollständig immun gegen die MIC von P. aeruginosa-Biofilmen ist.
Elektrochemische Ergebnisse zeigten, dass die Korrosionsrate von 2707 HDSS in P. aeruginosa-Brühe nach 14 Tagen im Vergleich zum nicht-biologischen Medium signifikant erhöht war. In Abbildung 2a wurde während der ersten 24 Stunden eine Verringerung des Eocp sowohl im abiotischen Medium als auch in der P. aeruginosa-Brühe beobachtet. Danach bedeckt der Biofilm die Oberfläche der Probe vollständig und der Eocp wird relativ stabil36. Der biologische Eocp-Wert war jedoch viel höher als der des nicht-biologischen Eocp. Es gibt Grund zu der Annahme, dass dieser Unterschied auf die Bildung eines P. aeruginosa-Biofilms zurückzuführen ist. In Abbildung 2d erreichte der icorr-Wert von 2707 HDSS in Gegenwart von P. aeruginosa 0,627 μA cm-2 und war damit um eine Größenordnung höher als der der abiotischen Kontrolle (0,063 μA cm-2), was mit dem per EIS gemessenen Rct-Wert übereinstimmte. Während der ersten Tage ​​in P. aeruginosa-Brühe nahm aufgrund der Anhaftung von P. aeruginosa-Zellen und der Bildung von Biofilmen zu. Wenn der Biofilm jedoch die Oberfläche der Probe vollständig bedeckt, nimmt die Impedanz ab. Die Schutzschicht wird zuerst durch die Bildung von Biofilmen und Biofilmmetaboliten angegriffen. Daher nahm die Korrosionsbeständigkeit mit der Zeit ab, und die Anhaftung von P. aeruginosa verursachte lokale Korrosion. Die Trends in abiotischen Medien waren unterschiedlich. Die Korrosionsbeständigkeit der nicht-biologischen Kontrolle war viel höher als der entsprechende Wert der Proben, die P. aeruginosa-Brühe ausgesetzt waren. Darüber hinaus erreichte der Rct-Wert von 2707 HDSS für abiotische Proben am 14. Tag 489 kΩ cm², was dem 15-fachen des Rct-Werts (32 kΩ cm²) in Gegenwart von P. aeruginosa entspricht. Daher weist 2707 HDSS in einer sterilen Umgebung eine ausgezeichnete Korrosionsbeständigkeit auf, ist jedoch nicht resistent gegen MIC-Angriffe durch P. aeruginosa-Biofilme.
Diese Ergebnisse lassen sich auch anhand der Polarisationskurven in Abb. 2b beobachten. Die anodische Verzweigung wurde der Bildung eines Pseudomonas aeruginosa-Biofilms und Metalloxidationsreaktionen zugeschrieben. Gleichzeitig ist die kathodische Reaktion die Reduktion von Sauerstoff. Die Anwesenheit von P. aeruginosa erhöhte die Korrosionsstromdichte stark, etwa um eine Größenordnung höher als bei der abiotischen Kontrolle. Dies deutet darauf hin, dass der P. aeruginosa-Biofilm die lokale Korrosion von 2707 HDSS verstärkt. Yuan et al. 29 stellten fest, dass die Korrosionsstromdichte einer 70/30 Cu-Ni-Legierung unter dem Einfluss eines P. aeruginosa-Biofilms zunahm. Dies könnte auf die Biokatalyse der Sauerstoffreduktion durch Pseudomonas aeruginosa-Biofilme zurückzuführen sein. Diese Beobachtung könnte auch die MIC von 2707 HDSS in dieser Arbeit erklären. Aerobe Biofilme können auch weniger Sauerstoff unter sich aufweisen. Daher könnte die fehlende Repassivierung der Metalloberfläche durch Sauerstoff ein Faktor sein, der zur MIC in dieser Arbeit beiträgt. arbeiten.
Dickinson et al. 38 schlugen vor, dass die Geschwindigkeit chemischer und elektrochemischer Reaktionen direkt durch die Stoffwechselaktivität sessiler Bakterien auf der Oberfläche der Probe und die Art der Korrosionsprodukte beeinflusst werden kann. Wie in Abbildung 5 und Tabelle 5 gezeigt, nahmen sowohl die Zellzahl als auch die Biofilmdicke nach 14 Tagen ab. Dies lässt sich vernünftigerweise damit erklären, dass nach 14 Tagen die meisten sessilen Zellen auf der Oberfläche von 2707 HDSS aufgrund von Nährstoffmangel im 2216E-Medium oder der Freisetzung toxischer Metallionen aus der 2707 HDSS-Matrix abgestorben sind. Dies ist eine Einschränkung von Batch-Experimenten.
In dieser Arbeit förderte der P. aeruginosa-Biofilm die lokale Verarmung von Cr und Fe unter dem Biofilm auf der 2707 HDSS-Oberfläche (Abb. 6). In Tabelle 6 ist die Reduktion von Fe und Cr in Probe D im Vergleich zu Probe C dargestellt, was darauf hindeutet, dass gelöstes Fe und Cr, verursacht durch den P. aeruginosa-Biofilm, über die ersten 7 Tage hinaus anhielt. Das Medium 2216E wird zur Simulation von Meeresumgebungen verwendet. Es enthält 17700 ppm Cl-, was mit dem in natürlichem Meerwasser gefundenen Wert vergleichbar ist. Das Vorhandensein von 17700 ppm Cl- war der Hauptgrund für die Reduktion von Cr in den 7- und 14-tägigen abiotischen Proben, die mittels XPS analysiert wurden. Im Vergleich zu P. aeruginosa-Proben war die Auflösung von Cr in abiotischen Proben aufgrund der starken Cl−-Resistenz von 2707 HDSS in abiotischen Umgebungen viel geringer. Abbildung 9 zeigt das Vorhandensein von Cr6+ im Passivierungsfilm. Es könnte an der Entfernung von Cr aus Stahl beteiligt sein Oberflächen durch P. aeruginosa-Biofilme, wie von Chen und Clayton vorgeschlagen.
Aufgrund des Bakterienwachstums betrugen die pH-Werte des Mediums vor und nach der Kultivierung 7,4 bzw. 8,2. Daher ist es unwahrscheinlich, dass unterhalb des P. aeruginosa-Biofilms eine organische Säurekorrosion aufgrund des relativ hohen pH-Werts im Hauptmedium ein beitragender Faktor für diese Arbeit ist. Der pH-Wert des nicht-biologischen Kontrollmediums änderte sich während des 14-tägigen Testzeitraums nicht signifikant (von anfänglich 7,4 auf endgültig 7,5). Der Anstieg des pH-Werts im Inokulationsmedium nach der Inkubation war auf die Stoffwechselaktivität von P. aeruginosa zurückzuführen und hatte in Abwesenheit von Teststreifen den gleichen Effekt auf den pH-Wert.
Wie in Abbildung 7 gezeigt, betrug die maximale durch den Biofilm von P. aeruginosa verursachte Lochtiefe 0,69 μm und war damit viel größer als die des abiotischen Mediums (0,02 μm). Dies steht im Einklang mit den oben beschriebenen elektrochemischen Daten. Die Lochtiefe von 0,69 μm ist mehr als zehnmal kleiner als der unter denselben Bedingungen für 2205 DSS gemeldete Wert von 9,5 μm. Diese Daten zeigen, dass 2707 HDSS eine bessere MIC-Beständigkeit aufweist als 2205 DSS. Dies sollte nicht überraschen, da 2707 HDSS einen höheren Chromgehalt aufweist und aufgrund der ausgeglichenen Phasenstruktur ohne schädliche Sekundärniederschläge eine länger anhaltende Passivierung bietet, wodurch es für P. aeruginosa schwieriger wird, zu depassivieren und eine Punktverdeckung zu beginnen.
Zusammenfassend wurde auf der Oberfläche von 2707 HDSS in P. aeruginosa-Brühe MIC-Lochfraß festgestellt, im Vergleich zu vernachlässigbarem Lochfraß in abiotischen Medien. Diese Arbeit zeigt, dass 2707 HDSS eine bessere MIC-Beständigkeit als 2205 DSS aufweist, aufgrund des P. aeruginosa-Biofilms jedoch nicht vollständig immun gegen MIC ist. Diese Erkenntnisse helfen bei der Auswahl geeigneter rostfreier Stähle und der geschätzten Lebensdauer für die Meeresumwelt.
Der Coupon für 2707 HDSS wird von der School of Metallurgy der Northeastern University (NEU) in Shenyang, China, bereitgestellt. Die Elementzusammensetzung von 2707 HDSS ist in Tabelle 1 aufgeführt. Diese wurde von der Abteilung für Materialanalyse und -prüfung der NEU analysiert. Alle Proben wurden 1 Stunde lang bei 1180 °C lösungsgeglüht. Vor der Korrosionsprüfung wurde münzförmiger 2707 HDSS mit einer freiliegenden Oberfläche von 1 cm2 mit Siliziumkarbidpapier auf eine Körnung von 2000 poliert und anschließend mit einer 0,05 μm Al2O3-Pulversuspension weiter poliert. Die Seiten und die Unterseite sind durch inerte Farbe geschützt. Nach dem Trocknen wurden die Proben mit sterilem deionisiertem Wasser gespült und 0,5 Stunden lang mit 75 % (v/v) Ethanol sterilisiert. Anschließend wurden sie vor der Verwendung 0,5 Stunden lang unter ultraviolettem (UV) Licht luftgetrocknet.
Der Stamm Marine Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 wurde vom Xiamen Marine Culture Collection Center (MCCC), China, erworben. Pseudomonas aeruginosa wurde aerob bei 37 °C in 250-ml-Kolben und 500-ml-elektrochemischen Glaszellen unter Verwendung des flüssigen Mediums Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Qingdao, China) gezüchtet. Medium (g/l): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0016 NH3, 0016 NH3 0016 NaH2PO4, 5,0 Pepton, 1,0 Hefeextrakt und 0,1 Eisencitrat. Vor der Inokulation 20 Minuten lang bei 121 °C autoklavieren. Sessile und planktonische Zellen mit einem Hämocytometer unter einem Lichtmikroskop bei 400-facher Vergrößerung zählen. Die anfängliche Zellkonzentration von planktonischem Pseudomonas aeruginosa betrug unmittelbar nach der Inokulation etwa 106 Zellen/ml.
Die elektrochemischen Tests wurden in einer klassischen Drei-Elektroden-Glaszelle mit einem Mediumvolumen von 500 ml durchgeführt. Eine Platinplatte und eine gesättigte Kalomelelektrode (SCE) wurden über mit Salzbrücken gefüllte Luggin-Kapillaren mit dem Reaktor verbunden und dienten als Gegen- bzw. Referenzelektrode. Zur Herstellung der Arbeitselektroden wurde an jeder Probe ein gummibeschichteter Kupferdraht befestigt und mit Epoxidharz beschichtet, sodass etwa 1 cm2 einseitig freiliegende Oberfläche für die Arbeitselektrode verblieb. Während der elektrochemischen Messungen wurden die Proben in 2216E-Medium gegeben und in einem Wasserbad bei einer konstanten Inkubationstemperatur (37 °C) gehalten. OCP-, LPR-, EIS- und potenzielle dynamische Polarisationsdaten wurden mit einem Autolab-Potentiostaten (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., USA) gemessen. LPR-Tests wurden mit einer Scanrate von 0,125 mV s-1 im Bereich von -5 bis 5 mV mit Eocp und einer Abtastfrequenz von 1 Hz aufgezeichnet. EIS wurde mit einem Sinuswelle im Frequenzbereich von 0,01 bis 10.000 Hz unter Verwendung einer angelegten Spannung von 5 mV bei stationärem Eocp. Vor dem Potenzialdurchlauf befanden sich die Elektroden im Leerlaufmodus, bis ein stabiler Wert für das freie Korrosionspotenzial erreicht wurde. Anschließend wurden Polarisationskurven von -0,2 bis 1,5 V vs. Eocp bei einer Scanrate von 0,166 mV/s ausgeführt. Jeder Test wurde dreimal mit und ohne P. aeruginosa wiederholt.
Proben für die metallografische Analyse wurden mechanisch mit nassem SiC-Papier der Körnung 2000 poliert und dann zur optischen Beobachtung mit einer 0,05 μm großen Al2O3-Pulversuspension weiter poliert. Die metallografische Analyse wurde mit einem optischen Mikroskop durchgeführt. Die Proben wurden mit 10 Gew.-% Kaliumhydroxidlösung 43 geätzt.
Nach der Inkubation wurden die Proben dreimal mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) (pH 7,4 ± 0,2) gewaschen und anschließend 10 Stunden lang mit 2,5 % (v/v) Glutaraldehyd fixiert, um Biofilme zu fixieren. Anschließend wurden sie mit einer abgestuften Menge (50 %, 60 %, 70 %, 80 %, 90 %, 95 % und 100 % v/v) Ethanol dehydriert und anschließend an der Luft getrocknet. Abschließend wurde die Oberfläche der Probe mit einer Goldschicht bedampft, um die Leitfähigkeit für die SEM-Beobachtung zu gewährleisten. Die SEM-Bilder wurden auf die Stellen mit den sessilsten P. aeruginosa-Zellen auf der Oberfläche jeder Probe fokussiert. Eine EDS-Analyse wurde durchgeführt, um chemische Elemente zu identifizieren. Ein konfokales Laser-Scanning-Mikroskop (CLSM) von Zeiss (LSM 710, Zeiss, Deutschland) wurde verwendet, um die Lochtiefe zu messen. Um die Korrosionslöcher unter dem Biofilm zu beobachten, wurde das Teststück wurde zunächst gemäß dem chinesischen Nationalstandard (CNS) GB/T4334.4-2000 gereinigt, um die Korrosionsprodukte und den Biofilm auf der Oberfläche des Teststücks zu entfernen.
Die Röntgen-Photoelektronenspektroskopie (XPS, ESCALAB250-Oberflächenanalysesystem, Thermo VG, USA) wurde mit einer monochromatischen Röntgenquelle (Aluminium-Kα-Linie bei 1500 eV Energie und 150 W Leistung) über einen weiten Bindungsenergiebereich von 0 unter Standardbedingungen bis 1350 eV durchgeführt. Es wurden hochauflösende Spektren mit 50 eV Durchlassenergie und 0,2 eV Schrittweite aufgezeichnet.
Die inkubierten Proben wurden entnommen und 15 s lang vorsichtig mit PBS (pH 7,4 ± 0,2) gespült. Um die bakterielle Lebensfähigkeit der Biofilme auf den Proben zu beobachten, wurden diese mit dem LIVE/DEAD BacLight Bacterial Viability Kit (Invitrogen, Eugene, OR, USA) gefärbt. Das Kit enthält zwei Fluoreszenzfarbstoffe: einen grün fluoreszierenden SYTO-9-Farbstoff und einen rot fluoreszierenden Propidiumiodid (PI). Unter CLSM stellen grün und rot fluoreszierende Punkte lebende bzw. tote Zellen dar. Zur Färbung wurde eine 1-ml-Mischung mit 3 µl SYTO-9 und 3 µl PI-Lösung 20 Minuten lang bei Raumtemperatur (23 °C) im Dunkeln inkubiert. Anschließend wurden die gefärbten Proben mit einem Nikon CLSM-Gerät (C2 Plus, Nikon, Japan) bei zwei Wellenlängen (488 nm für lebende Zellen und 559 nm für tote Zellen) beobachtet. Die Dicke wurde im 3D-Scanmodus gemessen.
Zitieranleitung für diesen Artikel: Li, H. et al.Microbial corrosion of 2707 super duplex stainless steel by marine Pseudomonas aeruginosa biofilm.science.Rep. 6, 20190; doi: 10.1038/srep20190 (2016).
Zanotto, F., Grassi, V., Balbo, A., Monticelli, C. & Zucchi, F. Spannungsrisskorrosion von LDX 2101 Duplex-Edelstahl in Chloridlösung in Gegenwart von Thiosulfat.coros.science.80, 205–212 (2014).
Kim, ST, Jang, SH, Lee, IS & Park, YS Wirkung von Lösungswärmebehandlung und Stickstoff im Schutzgas auf die Lochkorrosionsbeständigkeit von Schweißnähten aus Superduplex-Edelstahl.coros.science.53, 1939–1947 (2011).
Shi, X., Avci, R., Geiser, M. & Lewandowski, Z. Eine vergleichende chemische Studie zur mikrobiell und elektrochemisch induzierten Lochkorrosion in Edelstahl 316L.coros.science.45, 2577–2595 (2003).
Luo, H., Dong, CF, Li, XG & Xiao, K. Elektrochemisches Verhalten von Duplex-Edelstahl 2205 in alkalischen Lösungen mit unterschiedlichem pH-Wert in Gegenwart von Chlorid. Electrochim.Journal.64, 211–220 (2012).
Little, BJ, Lee, JS & Ray, RI Die Wirkung mariner Biofilme auf Korrosion: eine kurze Übersicht. Electrochim.Journal.54, 2-7 (2008).