Благодарим ви, че посетихте Nature.com. Версията на браузъра, която използвате, има ограничена поддръжка за CSS. За най-добро изживяване ви препоръчваме да използвате актуализиран браузър (или да изключите режима на съвместимост в Internet Explorer). Междувременно, за да осигурим непрекъсната поддръжка, ще показваме сайта без стилове и JavaScript.
Микробната корозия (MIC) е сериозен проблем в много индустрии, тъй като може да причини огромни икономически загуби. Супердуплексната неръждаема стомана 2707 (2707 HDSS) се използва в морска среда поради отличната си химическа устойчивост. Устойчивостта ѝ към MIC обаче не е експериментално доказана. В това проучване е изследвано поведението на MIC на 2707 HDSS, причинено от морската аеробна бактерия Pseudomonas aeruginosa. Електрохимичният анализ показа, че в присъствието на биофилм от Pseudomonas aeruginosa в среда 2216E е налице положителна промяна в корозионния потенциал и увеличение на плътността на корозионния ток. Рентгено-фотоелектронната спектроскопия (XPS) показа намаляване на съдържанието на Cr на повърхността на образеца под биофилма. Образният анализ на вдлъбнатините показа, че биофилмът от P. aeruginosa е образувал максимална дълбочина на вдлъбнатините от 0,69 μm по време на 14 дни инкубация. Въпреки че това е малко, това показва, че 2707 HDSS не е напълно имунизиран към MIC на P. aeruginosa. биофилми.
Дуплексните неръждаеми стомани (DSS) се използват широко в различни индустрии заради идеалната им комбинация от отлични механични свойства и устойчивост на корозия1,2. Въпреки това, локализирано образуване на точкова корозия все още се наблюдава и това влияе върху целостта на тази стомана3,4. DSS не е устойчива на микробна корозия (MIC)5,6. Въпреки широкия спектър от приложения на DSS, все още има среди, където корозионната устойчивост на DSS не е достатъчна за дългосрочна употреба. Това означава, че са необходими по-скъпи материали с по-висока корозионна устойчивост. Jeon et al7 установиха, че дори супердуплексните неръждаеми стомани (SDSS) имат някои ограничения по отношение на корозионната устойчивост. Следователно, в някои приложения са необходими супердуплексни неръждаеми стомани (HDSS) с по-висока корозионна устойчивост. Това доведе до разработването на високолегирани HDSS.
Корозионната устойчивост на DSS зависи от съотношението на алфа и гама фазите и областите 8, 9, 10, обеднени с Cr, Mo и W, съседни на втората фаза. HDSS съдържа високо съдържание на Cr, Mo и N11, така че има отлична корозионна устойчивост и висока стойност (45-50) еквивалентно число на устойчивост на точкова корозия (PREN), определено от тегловни проценти Cr + 3,3 (тегл.% Mo + 0,5 тегл.% W) + 16 тегл.% N12. Отличната му корозионна устойчивост се основава на балансиран състав, съдържащ приблизително 50% феритни (α) и 50% аустенитни (γ) фази, HDSS има по-добри механични свойства и по-висока устойчивост от конвенционалните DSS13. Хлоридни корозионни свойства. Подобрената корозионна устойчивост разширява използването на HDSS в по-корозивни хлоридни среди, като например морска среда.
MIC са основен проблем в много индустрии, като например нефтената и газовата промишленост и водоснабдяването14. MIC представлява 20% от всички корозионни щети15. MIC е биоелектрохимична корозия, която може да се наблюдава в много среди. Биофилмите, които се образуват върху метални повърхности, променят електрохимичните условия, като по този начин влияят на процеса на корозия. Широко разпространено е мнението, че MIC корозията се причинява от биофилми. Електрогенните микроорганизми корозират металите, за да получат поддържаща енергия за оцеляване17. Последните проучвания на MIC показват, че EET (извънклетъчният електронен трансфер) е факторът, ограничаващ скоростта на MIC, индуциран от електрогенни микроорганизми. Zhang et al.18 демонстрираха, че електронните медиатори ускоряват електронен трансфер между клетките Desulfovibrio sessificans и неръждаемата стомана 304, което води до по-тежка MIC атака. Enning et al.19 и Venzlaff et al.20 показаха, че биофилмите от корозивни сулфат-редуциращи бактерии (SRB) могат директно да абсорбират електрони от метални субстрати, което води до тежка точкова корозия.
Известно е, че DSS е чувствителен към MIC в среди, съдържащи SRB, желязо-редуциращи бактерии (IRB) и др.21. Тези бактерии причиняват локализирано образуване на хлъзгави клетки по повърхностите на DSS под биофилми22,23. За разлика от DSS, MIC на HDSS24 е слабо позната.
Pseudomonas aeruginosa е грам-отрицателна подвижна пръчковидна бактерия, която е широко разпространена в природата25. Pseudomonas aeruginosa е и основна микробна група в морската среда, причинявайки минимална корозия (MIC) на стоманата. Pseudomonas участва тясно в корозионните процеси и е призната за пионерски колонизатор по време на образуването на биофилм. Mahat et al.28 и Yuan et al.29 демонстрират, че Pseudomonas aeruginosa има тенденция да увеличава скоростта на корозия на мека стомана и сплави във водна среда.
Основната цел на тази работа беше да се изследват свойствата на минималната инхибиционна концентрация (MIC) на 2707 HDSS, причинени от морската аеробна бактерия Pseudomonas aeruginosa, използвайки електрохимични методи, техники за повърхностен анализ и анализ на продукти от корозията. Проведени бяха електрохимични изследвания, включително потенциал на отворена верига (OCP), линейно поляризационно съпротивление (LPR), електрохимична импедансна спектроскопия (EIS) и потенциална динамична поляризация, за да се изследва поведението на MIC на 2707 HDSS. Извършен е анализ с енергийно дисперсионен спектрометър (EDS), за да се открият химични елементи върху корозиралата повърхност. Освен това е използван анализ с рентгенова фотоелектронна спектроскопия (XPS), за да се определи стабилността на пасивацията на оксидния филм под влиянието на морска среда, съдържаща Pseudomonas aeruginosa. Дълбочината на вдлъбнатината беше измерена под конфокален лазерен сканиращ микроскоп (CLSM).
Таблица 1 показва химичния състав на 2707 HDSS. Таблица 2 показва, че 2707 HDSS има отлични механични свойства с граница на провлачване от 650 MPa. Фигура 1 показва оптичната микроструктура на термично обработен 2707 HDSS. В микроструктурата, съдържаща около 50% аустенит и 50% ферит, могат да се видят удължени ленти от аустенитни и феритни фази без вторични фази.
Фигура 2а показва данните за потенциала на отворена верига (Eocp) спрямо времето на експозиция за 2707 HDSS в абиотична среда 2216E и бульон P. aeruginosa за 14 дни при 37°C. Тя показва, че най-голямата и значителна промяна в Eocp настъпва в рамките на първите 24 часа. Стойностите на Eocp и в двата случая достигат пик от -145 mV (спрямо SCE) около 16 часа и след това рязко спадат, достигайки -477 mV (спрямо SCE) и -236 mV (спрямо SCE) съответно за абиотичната проба и P. Купони за Pseudomonas aeruginosa, съответно. След 24 часа стойността на Eocp от 2707 HDSS за P. aeruginosa беше относително стабилна при -228 mV (спрямо SCE), докато съответната стойност за небиологични проби беше приблизително -442 mV (спрямо SCE). Eocp в присъствието на P. aeruginosa беше доста ниска.
Електрохимично изследване на 2707 HDSS проби в абиотична среда и бульон Pseudomonas aeruginosa при 37 °C:
(а) Eocp като функция на времето на експозиция, (б) поляризационни криви на 14-ия ден, (в) Rp като функция на времето на експозиция и (г) icorr като функция на времето на експозиция.
Таблица 3 изброява стойностите на параметрите на електрохимична корозия на 2707 HDSS проби, изложени на абиотична среда и среда, инокулирана с Pseudomonas aeruginosa, в продължение на 14 дни. Тангентите на анодната и катодната крива бяха екстраполирани, за да се получат пресечните точки, даващи плътност на корозионния ток (icorr), корозионен потенциал (Ecorr) и Тафелови наклони (βα и βc) съгласно стандартни методи30,31.
Както е показано на Фигура 2b, изместването нагоре на кривата на P. aeruginosa води до увеличение на Ecorr в сравнение с абиотичната крива. Стойността на icorr, която е пропорционална на скоростта на корозия, се увеличава до 0,328 μA cm-2 в пробата Pseudomonas aeruginosa, четири пъти повече от тази на небиологичната проба (0,087 μA cm-2).
LPR е класически неразрушителен електрохимичен метод за бърз корозионен анализ. Той е използван и за изследване на MIC32. Фигура 2c показва поляризационното съпротивление (Rp) като функция на времето на експозиция. По-високата стойност на Rp означава по-малка корозия. В рамките на първите 24 часа Rp на 2707 HDSS достига максимална стойност от 1955 kΩ cm2 за абиотични проби и 1429 kΩ cm2 за проби от Pseudomonas aeruginosa. Фигура 2c също така показва, че стойността на Rp намалява бързо след един ден и след това остава относително непроменена през следващите 13 дни. Стойността на Rp на пробата от Pseudomonas aeruginosa е около 40 kΩ cm2, което е много по-ниско от стойността от 450 kΩ cm2 на небиологичната проба.
Стойността на icorr е пропорционална на равномерната скорост на корозия. Стойността ѝ може да се изчисли от следното уравнение на Щерн-Гиъри,
Следвайки Zou et al. 33, типичната стойност на наклона B на Тафел в тази работа е приета да е 26 mV/dec. Фигура 2d показва, че icorr на небиологичната проба 2707 остава относително стабилна, докато пробата P. aeruginosa се колебае значително след първите 24 часа. Стойностите на icorr на пробите P. aeruginosa са с порядък по-високи от небиологичните контроли. Тази тенденция е в съответствие с резултатите за поляризационното съпротивление.
EIS е друга неразрушителна техника, използвана за характеризиране на електрохимични реакции върху корозирали интерфейси. Импедансни спектри и изчислени стойности на капацитета на образци, изложени на абиотична среда и разтвор на Pseudomonas aeruginosa, Rb съпротивление на пасивен филм/биофилм, образуван върху повърхността на образеца, Rct съпротивление на пренос на заряд, Cdl електрически капацитет на двоен слой (EDL) и QCPE параметри на постоянния фазов елемент (CPE). Тези параметри бяха допълнително анализирани чрез напасване на данните с помощта на модел на еквивалентна схема (EEC).
Фигура 3 показва типични графики на Найквист (a и b) и графики на Боде (a' и b') на 2707 HDSS проби в абиотична среда и бульон P. aeruginosa за различни времена на инкубация. Диаметърът на пръстена на Найквист намалява в присъствието на Pseudomonas aeruginosa. Графиката на Боде (фиг. 3b') показва увеличение на големината на общия импеданс. Информация за константата на времето за релаксация може да бъде предоставена от фазовите максимуми. Фигура 4 показва физическите структури, базирани на монослой (a) и бислой (b), и съответните им електромагнитни емисионни структури (EEC). CPE е въведен в EEC модела. Неговият адмитанс и импеданс са изразени, както следва:
Два физически модела и съответстващи еквивалентни схеми за апроксимиране на импедансния спектър на образеца 2707 HDSS:
където Y0 е големината на CPE, j е имагинерното число или (-1)1/2, ω е ъгловата честота, а n е индексът на мощност на CPE по-малък от единица35. Обратната стойност на съпротивлението за пренос на заряд (т.е. 1/Rct) съответства на скоростта на корозия. По-малкият Rct означава по-бърза скорост на корозия27. След 14 дни инкубация, Rct на пробите от Pseudomonas aeruginosa достигна 32 kΩ cm2, много по-малко от 489 kΩ cm2 на небиологичните проби (Таблица 4).
CLSM изображенията и SEM изображенията на Фигура 5 ясно показват, че покритието с биофилм върху повърхността на образеца 2707 HDSS след 7 дни е плътно. След 14 дни обаче покритието с биофилм е оскъдно и се появяват някои мъртви клетки. Таблица 5 показва дебелината на биофилма върху образци 2707 HDSS след излагане на P. aeruginosa в продължение на 7 и 14 дни. Максималната дебелина на биофилма се променя от 23,4 μm след 7 дни до 18,9 μm след 14 дни. Средната дебелина на биофилма също потвърждава тази тенденция. Тя намалява от 22,2 ± 0,7 μm след 7 дни до 17,8 ± 1,0 μm след 14 дни.
(а) 3D CLSM изображение след 7 дни, (б) 3D CLSM изображение след 14 дни, (в) SEM изображение след 7 дни и (г) SEM изображение след 14 дни.
EDS разкри химични елементи в биофилми и продукти от корозия върху проби, изложени на P. aeruginosa в продължение на 14 дни. Фигура 6 показва, че съдържанието на C, N, O и P в биофилмите и продуктите от корозия е много по-високо, отколкото в голите метали, тъй като тези елементи са свързани с биофилми и техните метаболити. Микробите се нуждаят само от следи от хром и желязо. Високите нива на Cr и Fe в биофилма и продуктите от корозия на повърхността на образците показват, че металната матрица е загубила елементи поради корозия.
След 14 дни в среда 2216E се наблюдава питинг със и без P. aeruginosa. Преди инкубация повърхността на образеца е гладка и без дефекти (фиг. 7a). След инкубация и отстраняване на биофилм и продукти от корозия, най-дълбоките вдлъбнатини по повърхността на образците са изследвани под CLSM, както е показано на Фигура 7b и c. Не са открити видими вдлъбнатини по повърхността на небиологичните контролни проби (максимална дълбочина на вдлъбнатината 0,02 μm). Максималната дълбочина на вдлъбнатината, причинена от Pseudomonas aeruginosa, е 0,52 μm след 7 дни и 0,69 μm след 14 дни, като въз основа на средната максимална дълбочина на вдлъбнатината на 3 проби (за всяка проба са избрани 10 максимални стойности на дълбочината на вдлъбнатината), достига съответно 0,42 ± 0,12 μm и 0,52 ± 0,15 μm (Таблица 5). Тези стойности на дълбочината на вдлъбнатините са малки, но важни.
(а) Преди експозиция, (б) 14 дни в абиотична среда и (в) 14 дни в бульон Pseudomonas aeruginosa.
Фигура 8 показва XPS спектрите на различни повърхности на пробите, а анализираните химични състави за всяка повърхност са обобщени в Таблица 6. В Таблица 6 атомните проценти на Fe и Cr в присъствието на P. aeruginosa (проби A и B) са много по-ниски от тези на небиологичните контролни проби (проби C и D). За пробата P. aeruginosa, спектралната крива на ниво ядро ​​на Cr 2p е съобразена с четири пикови компонента със стойности на енергията на свързване (BE) от 574.4, 576.6, 578.3 и 586.8 eV, които могат да се отдадат съответно на Cr, Cr2O3, CrO3 и Cr(OH)3 (Фиг. 9a и b). За небиологичните проби, спектърът на ниво ядро ​​на Cr 2p съдържа два основни пика за Cr (573.80 eV за BE) и Cr2O3 (575.90 eV за BE) на Фиг. 9c и d, съответно. Най-поразителната разлика между... При абиотичните и P. aeruginosa проби се наблюдава наличие на Cr6+ и по-висока относителна фракция на Cr(OH)3 (BE от 586.8 eV) под биофилма.
Широките XPS спектри на повърхността на образеца 2707 HDSS в двете среди са съответно 7 дни и 14 дни.
(а) 7 дни експозиция на P. aeruginosa, (б) 14 дни експозиция на P. aeruginosa, (в) 7 дни в абиотична среда и (г) 14 дни в абиотична среда.
HDSS показва високи нива на устойчивост на корозия в повечето среди. Kim et al.2 съобщават, че UNS S32707 HDSS е определен като силно легирана DSS с PREN над 45. Стойността на PREN на образеца 2707 HDSS в тази работа е 49. Това се дължи на високото му съдържание на хром и високите нива на молибден и Ni, които са полезни в киселинни и високохлоридни среди. Освен това, добре балансираният състав и бездефектната микроструктура са полезни за структурна стабилност и устойчивост на корозия. Въпреки отличната си химическа устойчивост, експерименталните данни в тази работа показват, че 2707 HDSS не е напълно имунизиран срещу MIC на биофилмите на P. aeruginosa.
Електрохимичните резултати показват, че скоростта на корозия на 2707 HDSS в бульон P. aeruginosa е значително повишена след 14 дни в сравнение с небиологична среда. На Фигура 2а е наблюдавано намаление на Eocp както в абиотична среда, така и в бульон P. aeruginosa през първите 24 часа. След това биофилмът е покрил повърхността на образеца и Eocp става относително стабилен36. Нивото на биологичен Eocp обаче е много по-високо от това на небиологичния Eocp. Има основания да се смята, че тази разлика се дължи на образуването на биофилм от P. aeruginosa. На Фиг. 2d, в присъствието на P. aeruginosa, стойността на icorr на 2707 HDSS достига 0,627 μA cm-2, което е с порядък по-високо от това на абиотичния контрол (0,063 μA cm-2), което е в съответствие със стойността на Rct, измерена чрез EIS. През първите няколко дни стойностите на импеданса в P. Бульонът P. aeruginosa се е увеличил поради прикрепването на клетките на P. aeruginosa и образуването на биофилми. Когато обаче биофилмът покрие напълно повърхността на пробата, импедансът намалява. Защитният слой се атакува първо поради образуването на биофилми и метаболити на биофилма. Следователно, устойчивостта на корозия намалява с времето и прикрепването на P. aeruginosa причинява локализирана корозия. Тенденциите в абиотичните среди са различни. Устойчивостта на корозия на небиологичния контрол е много по-висока от съответната стойност на пробите, изложени на бульон P. aeruginosa. Освен това, за абиотичните проби, Rct стойността на 2707 HDSS достига 489 kΩ cm2 на 14-ия ден, което е 15 пъти по-висока от Rct стойността (32 kΩ cm2) в присъствието на P. aeruginosa. Следователно, 2707 HDSS има отлична устойчивост на корозия в стерилна среда, но не е устойчив на MIC атака от биофилми на P. aeruginosa.
Тези резултати могат да се наблюдават и от поляризационните криви на Фиг. 2b. Анодното разклоняване се дължи на образуването на биофилм от Pseudomonas aeruginosa и реакциите на окисление на метала. В същото време катодната реакция е редукция на кислорода. Присъствието на P. aeruginosa значително увеличава плътността на корозионния ток, приблизително с порядък по-висока от абиотичния контрол. Това показва, че биофилмът от P. aeruginosa увеличава локализираната корозия на 2707 HDSS. Yuan et al29 установяват, че плътността на корозионния ток на 70/30 Cu-Ni сплав се увеличава под въздействието на биофилм от P. aeruginosa. Това може да се дължи на биокатализа на редукцията на кислород от биофилми от Pseudomonas aeruginosa. Това наблюдение може също да обясни минималната инхибираща концентрация (МИК) на 2707 HDSS в тази работа. Аеробните биофилми може също да имат по-малко кислород под тях. Следователно, невъзможността за повторно пасивиране на металната повърхност с кислород може да е допринасящ фактор за МИК в тази работа.
Дикинсън и др.38 предполагат, че скоростта на химичните и електрохимичните реакции може да бъде пряко повлияна от метаболитната активност на приседналите бактерии върху повърхността на образеца и естеството на продуктите от корозия. Както е показано на Фигура 5 и Таблица 5, както броят на клетките, така и дебелината на биофилма намаляват след 14 дни. Това може разумно да се обясни с факта, че след 14 дни повечето от приседналите клетки на повърхността на 2707 HDSS умират поради изчерпване на хранителните вещества в средата 2216E или освобождаване на токсични метални йони от матрицата на 2707 HDSS. Това е ограничение на партидните експерименти.
В тази работа, биофилмът от P. aeruginosa насърчава локалното изчерпване на Cr и Fe под биофилма върху повърхността на 2707 HDSS (фиг. 6). В Таблица 6 е показано намаляването на Fe и Cr в проба D в сравнение с проба C, което показва, че разтворените Fe и Cr, причинени от биофилма от P. aeruginosa, са се запазили след първите 7 дни. Средата 2216E се използва за симулиране на морска среда. Тя съдържа 17700 ppm Cl-, което е сравнимо с това, открито в естествената морска вода. Наличието на 17700 ppm Cl- е основната причина за намаляването на Cr в 7- и 14-дневните абиотични проби, анализирани чрез XPS. В сравнение с пробите от P. aeruginosa, разтварянето на Cr в абиотични проби е много по-малко поради силната устойчивост на Cl- на 2707 HDSS в абиотични среди. Фигура 9 показва наличието на Cr6+ в пасивационния филм. Той може да участва в отстраняването на Cr от стоманени повърхности от P. aeruginosa биофилми, както е предложено от Чен и Клейтън.
Поради бактериалния растеж, стойностите на pH на средата преди и след култивирането бяха съответно 7,4 и 8,2. Следователно, под биофилма на P. aeruginosa, корозията от органични киселини е малко вероятно да е допринасящ фактор за тази работа поради относително високото pH в основната среда. pH на небиологичната контролна среда не се промени значително (от първоначални 7,4 до крайни 7,5) по време на 14-дневния тестов период. Увеличението на pH в инокулационната среда след инкубация се дължи на метаболитната активност на P. aeruginosa и беше установено, че има същия ефект върху pH при липса на тест ленти.
Както е показано на Фигура 7, максималната дълбочина на вдлъбнатината, причинена от биофилм на P. aeruginosa, е 0,69 μm, което е много по-голямо от това на абиотичната среда (0,02 μm). Това е в съответствие с описаните по-горе електрохимични данни. Дълбочината на вдлъбнатината от 0,69 μm е повече от десет пъти по-малка от стойността от 9,5 μm, отчетена за 2205 DSS при същите условия. Тези данни показват, че 2707 HDSS проявява по-добра устойчивост на MIC в сравнение с 2205 DSS. Това не би трябвало да е изненада, тъй като 2707 HDSS има по-високо съдържание на хром, осигурявайки по-дълготрайно пасивиране, поради балансираната фазова структура без вредни вторични утайки, което затруднява депасивацията и започването на затъмнение на точките на P. aeruginosa.
В заключение, на повърхността на 2707 HDSS в бульон от P. aeruginosa е открито MIC питинг в сравнение с незначителния питинг в абиотична среда. Тази работа показва, че 2707 HDSS има по-добра MIC устойчивост от 2205 DSS, но не е напълно имунизиран срещу MIC поради биофилма от P. aeruginosa. Тези открития помагат при избора на подходящи неръждаеми стомани и оценката на експлоатационния живот за морската среда.
Купонът за 2707 HDSS е предоставен от Училището по металургия на Североизточния университет (NEU) в Шънян, Китай. Елементният състав на 2707 HDSS е показан в Таблица 1, която е анализирана от отдела за анализ и изпитване на материали на NEU. Всички проби са обработени в разтвор при 1180 °C за 1 час. Преди корозионните изпитвания, 2707 HDSS с форма на монета и горна открита повърхност от 1 cm2 е полирана до 2000 grit със силициево-карбидна хартия и допълнително полирана със суспензия от прах Al2O3 с размер на гранулите 0,05 μm. Страните и дъното са защитени с инертна боя. След изсушаване образците са изплакнати със стерилна дейонизирана вода и стерилизирани със 75% (v/v) етанол за 0,5 часа. След това са изсушени на въздух под ултравиолетова (UV) светлина за 0,5 часа преди употреба.
Щамът Marine Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 е закупен от Центъра за събиране на морски култури Xiamen (MCCC), Китай. Pseudomonas aeruginosa е култивиран аеробно при 37°C в 250 ml колби и 500 ml електрохимични стъклени клетки, използвайки течна среда Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Qingdao, Китай). Среда (g/L): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0,016 NH3, 0,016 NH3, 0,016 NaH2PO4, 5,0 пептон, 1,0 дрождев екстракт и 0,1 железен цитрат. Автоклавирайте при 121°C за 20 минути преди инокулация. Пребройте приседналите и планктонните клетки, използвайки хемоцитометър под светлинен микроскоп при 400-кратно увеличение. Първоначалната клетъчна концентрация на планктонна Pseudomonas aeruginosa веднага след инокулацията е била приблизително 106 клетки/ml.
Електрохимичните тестове бяха проведени в класическа триелектродна стъклена клетка със среден обем от 500 ml. Платинен лист и наситен каломелов електрод (SCE) бяха свързани към реактора чрез капиляри на Luggin, запълнени със солни мостове, служещи съответно като противо- и референтни електроди. За да се направят работните електроди, към всеки образец беше прикрепена медна жица с гумено покритие и покрита с епоксидна смола, оставяйки около 1 cm2 открита едностранна повърхност за работния електрод. По време на електрохимичните измервания пробите бяха поставени в среда 2216E и поддържани при постоянна инкубационна температура (37 °C) във водна баня. Данните за OCP, LPR, EIS и потенциална динамична поляризация бяха измерени с помощта на потенциостат Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., USA). LPR тестовете бяха записани при скорост на сканиране от 0,125 mV s-1 в диапазона от -5 и 5 mV с Eocp и честота на дискретизация от 1 Hz. EIS беше извършен със синусоида в честотния диапазон от 0,01 до 10 000 Hz, използвайки приложено напрежение от 5 mV при стационарно състояние на Eocp. Преди сканирането на потенциала, електродите бяха в режим на отворена верига, докато се достигне стабилна стойност на потенциала на свободна корозия. След това бяха построени поляризационни криви от -0,2 до 1,5 V спрямо Eocp при скорост на сканиране 0,166 mV/s. Всеки тест беше повторен 3 пъти със и без P. aeruginosa.
Образците за металографски анализ бяха механично полирани с мокра SiC хартия с гранулация 2000 и след това допълнително полирани със суспензия от прах Al2O3 с гранулация 0,05 μm за оптично наблюдение. Металографският анализ беше извършен с помощта на оптичен микроскоп. Образците бяха ецвани с 10 тегл.% разтвор на калиев хидроксид 43.
След инкубацията, пробите бяха измити 3 пъти с разтвор на фосфатно буфериран физиологичен разтвор (PBS) (pH 7,4 ± 0,2) и след това фиксирани с 2,5% (v/v) глутаралдехид в продължение на 10 часа за фиксиране на биофилми. Впоследствие бяха дехидратирани с градуирана серия (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% и 100% v/v) етанол преди изсушаване на въздух. Накрая, повърхността на пробата беше напрашена със златен филм, за да се осигури проводимост за SEM наблюдение. SEM изображенията бяха фокусирани върху местата с най-приседнали клетки P. aeruginosa на повърхността на всеки образец. Извършен е EDS анализ за откриване на химични елементи. За измерване на дълбочината на корозионните ями е използван Zeiss Confocal Laser Scanning Microscope (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Германия). За да се наблюдават корозионните ями под биофилма, тестовата проба първо беше почистена съгласно Китайския национален стандарт (CNS). GB/T4334.4-2000 за отстраняване на продуктите от корозия и биофилма от повърхността на изпитваното парче.
Анализът с рентгенова фотоелектронна спектроскопия (XPS, система за повърхностен анализ ESCALAB250, Thermo VG, САЩ) беше извършен с използване на монохроматичен рентгенов източник (алуминиева Kα линия с енергия 1500 eV и мощност 150 W) в широк диапазон на енергията на свързване от 0 при стандартни условия –1350 eV. Спектрите с висока резолюция бяха записани с използване на енергия на пропускане 50 eV и стъпка от 0,2 eV.
Инкубираните проби бяха отстранени и изплакнати внимателно с PBS (pH 7,4 ± 0,2) в продължение на 15 секунди и 45 секунди. За да се наблюдава бактериалната жизнеспособност на биофилмите върху пробите, биофилмите бяха оцветени с помощта на комплекта LIVE/DEAD BacLight Bacterial Viability Kit (Invitrogen, Eugene, OR, USA). Комплектът съдържа две флуоресцентни багрила, зелено флуоресцентно багрило SYTO-9 и червено флуоресцентно багрило пропидиев йодид (PI). При CLSM, точките с флуоресцентно зелено и червено представляват съответно живи и мъртви клетки. За оцветяване, 1 ml смес, съдържаща 3 μl SYTO-9 и 3 μl PI разтвор, беше инкубирана в продължение на 20 минути при стайна температура (23 °C) на тъмно. След това оцветените проби бяха наблюдавани при две дължини на вълната (488 nm за живи клетки и 559 nm за мъртви клетки), използвайки машина Nikon CLSM (C2 Plus, Nikon, Япония). Дебелината на биофилма беше измерена в режим на 3D сканиране.
Как да цитирате тази статия: Li, H. et al. Микробна корозия на супердуплексна неръждаема стомана 2707 от морски биофилм Pseudomonas aeruginosa. science. Rep. 6, 20190; doi: 10.1038/srep20190 (2016).
Zanotto, F., Grassi, V., Balbo, A., Monticelli, C. & Zucchi, F. Корозионно напукване под напрежение на дуплексна неръждаема стомана LDX 2101 в хлориден разтвор в присъствието на тиосулфат.coros.science.80, 205–212 (2014).
Kim, ST, Jang, SH, Lee, IS & Park, YS. Влияние на термичната обработка в разтвор и азота в защитен газ върху устойчивостта на точкова корозия на заварки от супердуплексна неръждаема стомана. coros.science.53, 1939–1947 (2011).
Shi, X., Avci, R., Geiser, M. & Lewandowski, Z. Сравнително химично изследване на микробна и електрохимично индуцирана точкова корозия в неръждаема стомана 316L. coros.science.45, 2577–2595 (2003).
Luo, H., Dong, CF, Li, XG & Xiao, K. Електрохимично поведение на дуплексна неръждаема стомана 2205 в алкални разтвори с различно pH в присъствието на хлорид. Electrochim.Journal.64, 211–220 (2012).
Little, BJ, Lee, JS & Ray, RI Влиянието на морските биофилми върху корозията: кратък преглед. Electrochim.Journal.54, 2-7 (2008).