Dziękujemy za odwiedzenie witryny Nature.com. Wersja przeglądarki, której używasz, obsługuje CSS w ograniczonym zakresie. Aby uzyskać najlepsze efekty, zalecamy korzystanie z nowszej wersji przeglądarki (lub wyłączenie trybu zgodności w przeglądarce Internet Explorer). Tymczasem, aby zapewnić ciągłą obsługę, będziemy wyświetlać witrynę bez stylów i JavaScript.
Korozja mikrobiologiczna (MIC) stanowi poważny problem w wielu gałęziach przemysłu, ponieważ może powodować ogromne straty ekonomiczne. Stal nierdzewna super duplex 2707 (2707 HDSS) jest stosowana w środowiskach morskich ze względu na doskonałą odporność chemiczną. Jednak jej odporność na MIC nie została eksperymentalnie wykazana. W tym badaniu zbadano zachowanie MIC 2707 HDSS wywołane przez morską bakterię tlenową Pseudomonas aeruginosa. Analiza elektrochemiczna wykazała, że ​​w obecności biofilmu Pseudomonas aeruginosa w środowisku 2216E nastąpiła pozytywna zmiana potencjału korozyjnego i wzrost gęstości prądu korozyjnego. Analiza spektroskopii fotoelektronów rentgenowskich (XPS) wykazała spadek zawartości Cr na powierzchni próbki pod biofilmem. Analiza obrazowa wżerów wykazała, że ​​biofilm P. aeruginosa wytworzył maksymalną głębokość wżerów wynoszącą 0,69 μm w ciągu 14 dni inkubacji. Chociaż jest to niewielka wartość, wskazuje, że szczep 2707 HDSS nie jest w pełni odporny na MIC biofilmów P. aeruginosa.
Stale nierdzewne dupleksowe (DSS) są szeroko stosowane w różnych gałęziach przemysłu ze względu na idealne połączenie doskonałych właściwości mechanicznych i odporności na korozję1,2. Jednak nadal występują lokalne wżery, które wpływają na integralność stali3,4. DSS nie jest odporna na korozję mikrobiologiczną (MIC)5,6. Pomimo szerokiego zakresu zastosowań DSS, istnieją nadal środowiska, w których odporność na korozję DSS nie jest wystarczająca do długotrwałego użytkowania. Oznacza to, że wymagane są droższe materiały o wyższej odporności na korozję. Jeon i in.7 stwierdzili, że nawet stale nierdzewne super dupleksowe (SDSS) mają pewne ograniczenia pod względem odporności na korozję. Dlatego w niektórych zastosowaniach wymagane są stale nierdzewne super dupleksowe (HDSS) o wyższej odporności na korozję. Doprowadziło to do opracowania wysokostopowych HDSS.
Odporność na korozję DSS zależy od stosunku faz alfa i gamma oraz obszarów zubożonych w Cr, Mo i W 8, 9, 10 sąsiadujących z drugą fazą. HDSS zawiera wysoką zawartość Cr, Mo i N11, dzięki czemu ma doskonałą odporność na korozję i wysoką wartość (45-50) równoważnika odporności na korozję wżerową (PREN), określoną jako wt.% Cr + 3,3 (wt.% Mo + 0,5 wt% W) + 16 wt% N12. Jego doskonała odporność na korozję opiera się na zrównoważonym składzie zawierającym około 50% faz ferrytu (α) i 50% austenitu (γ). HDSS ma lepsze właściwości mechaniczne i wyższą odporność niż konwencjonalny DSS13. Właściwości korozyjne chlorków. Poprawiona odporność na korozję rozszerza zastosowanie HDSS w bardziej korozyjnych środowiskach chlorkowych, takich jak środowiska morskie.
MIC stanowią poważny problem w wielu gałęziach przemysłu, takich jak przemysł naftowy, gazowy i wodociągowy14. MIC odpowiadają za 20% wszystkich uszkodzeń korozyjnych15. MIC to bioelektrochemiczna korozja, którą można zaobserwować w wielu środowiskach. Biofilmy tworzące się na powierzchniach metali zmieniają warunki elektrochemiczne, wpływając tym samym na proces korozji. Powszechnie uważa się, że korozję MIC powodują biofilmy. Mikroorganizmy elektrogeniczne korodują metale, aby uzyskać energię niezbędną do przetrwania17. Ostatnie badania MIC wykazały, że EET (pozakomórkowy transfer elektronów) jest czynnikiem ograniczającym szybkość MIC indukowanego przez mikroorganizmy elektrogeniczne. Zhang i in. 18 wykazali, że mediatory elektronów przyspieszają transfer elektronów między komórkami Desulfovibrio sessificans a stalą nierdzewną 304, co prowadzi do silniejszego ataku MIC. Enning i in. 19 oraz Venzlaff i in. 20 wykazało, że żrące biofilmy bakterii redukujących siarczany (SRB) mogą bezpośrednio absorbować elektrony z podłoży metalowych, co powoduje poważną korozję wżerową.
Wiadomo, że DSS jest wrażliwy na MIC w środowiskach zawierających SRB, bakterie redukujące żelazo (IRB) itp. 21 . Bakterie te powodują lokalne wżery na powierzchniach DSS pod biofilmami 22,23. W przeciwieństwie do DSS, MIC dla HDSS 24 jest słabo znane.
Pseudomonas aeruginosa to Gram-ujemna, ruchliwa bakteria w kształcie pałeczki, szeroko rozpowszechniona w przyrodzie25. Pseudomonas aeruginosa to również główna grupa drobnoustrojów w środowisku morskim, powodująca niskie wartości MIC dla stali. Pseudomonas bierze udział w procesach korozji i jest uznawana za pionierskiego kolonizatora podczas formowania biofilmu. Mahat i in. 28 oraz Yuan i in. 29 wykazali, że Pseudomonas aeruginosa ma tendencję do zwiększania szybkości korozji miękkiej stali i stopów w środowiskach wodnych.
Głównym celem tej pracy było zbadanie właściwości MIC 2707 HDSS wywołanych przez morską bakterię tlenową Pseudomonas aeruginosa przy użyciu metod elektrochemicznych, technik analizy powierzchni i analizy produktów korozji. Przeprowadzono badania elektrochemiczne, w tym potencjał obwodu otwartego (OCP), rezystancję polaryzacji liniowej (LPR), spektroskopię impedancji elektrochemicznej (EIS) i polaryzację dynamiki potencjału, aby zbadać zachowanie MIC 2707 HDSS. Przeprowadzono analizę za pomocą spektrometru dyspersji energii (EDS) w celu znalezienia pierwiastków chemicznych na skorodowanej powierzchni. Ponadto, zastosowano analizę za pomocą spektroskopii fotoelektronów rentgenowskich (XPS) w celu określenia stabilności pasywacji warstwy tlenkowej pod wpływem środowiska morskiego zawierającego Pseudomonas aeruginosa. Głębokość wżerów mierzono pod konfokalnym mikroskopem skaningowym laserowym (CLSM).
Tabela 1 przedstawia skład chemiczny stali 2707 HDSS. Tabela 2 pokazuje, że stal 2707 HDSS ma doskonałe właściwości mechaniczne, przy granicy plastyczności wynoszącej 650 MPa. Rysunek 1 przedstawia mikrostrukturę optyczną stali 2707 HDSS poddanej obróbce cieplnej w roztworze. W mikrostrukturze zawierającej około 50% austenitu i 50% faz ferrytycznych można zaobserwować wydłużone pasma faz austenitu i ferrytu bez faz wtórnych.
Rysunek 2a przedstawia potencjał obwodu otwartego (Eocp) w funkcji danych dotyczących czasu ekspozycji dla 2707 HDSS w abiotycznym podłożu 2216E i bulionie P. aeruginosa przez 14 dni w temperaturze 37 °C. Pokazuje on, że największa i znacząca zmiana Eocp następuje w ciągu pierwszych 24 godzin. Wartości Eocp w obu przypadkach osiągnęły szczyt na poziomie -145 mV (w porównaniu z SCE) około 16 h, a następnie gwałtownie spadły, osiągając -477 mV (w porównaniu z SCE) i -236 mV (w porównaniu z SCE) odpowiednio dla próbki abiotycznej i P. Odpowiednio kupony Pseudomonas aeruginosa. Po 24 godzinach wartość Eocp wynosząca 2707 HDSS dla P. aeruginosa była stosunkowo stabilna na poziomie -228 mV (w porównaniu z SCE), podczas gdy odpowiadająca jej wartość dla próbek niebiologicznych wynosiła około -442 mV (w porównaniu z SCE). Eocp w obecności P. aeruginosa było raczej niskie.
Badanie elektrochemiczne 2707 próbek HDSS w środowisku abiotycznym i bulionie Pseudomonas aeruginosa w temperaturze 37 °C:
(a) Eocp jako funkcja czasu ekspozycji, (b) krzywe polaryzacji w dniu 14, (c) Rp jako funkcja czasu ekspozycji i (d) icorr jako funkcja czasu ekspozycji.
W tabeli 3 zestawiono wartości parametrów korozji elektrochemicznej 2707 próbek HDSS wystawionych na działanie środowiska abiotycznego i środowiska zaszczepionego Pseudomonas aeruginosa przez 14 dni. Styczne krzywych anodowych i katodowych ekstrapolowano w celu uzyskania przecięć, uzyskując gęstość prądu korozyjnego (icorr), potencjał korozji (Ecorr) i nachylenia wykresów Tafela (βα i βc) zgodnie ze standardowymi metodami30,31.
Jak pokazano na rysunku 2b, przesunięcie krzywej P. aeruginosa w górę spowodowało wzrost wartości Ecorr w porównaniu z krzywą abiotyczną. Wartość icorr, która jest proporcjonalna do szybkości korozji, wzrosła do 0,328 μA cm-2 w próbce Pseudomonas aeruginosa, czyli czterokrotnie w porównaniu z próbką niebiologiczną (0,087 μA cm-2).
LPR to klasyczna nieniszcząca elektrochemiczna metoda szybkiej analizy korozji. Była również stosowana do badania MIC32. Rysunek 2c przedstawia rezystancję polaryzacyjną (Rp) jako funkcję czasu ekspozycji. Wyższa wartość Rp oznacza mniejszą korozję. W ciągu pierwszych 24 godzin Rp 2707 HDSS osiągnęło maksymalną wartość 1955 kΩ cm2 dla próbek abiotycznych i 1429 kΩ cm2 dla próbek Pseudomonas aeruginosa. Rysunek 2c pokazuje również, że wartość Rp gwałtownie spadła po jednym dniu, a następnie pozostała stosunkowo niezmieniona przez kolejnych 13 dni. Wartość Rp próbki Pseudomonas aeruginosa wynosi około 40 kΩ cm2, co jest wartością znacznie niższą od wartości 450 kΩ cm2 próbki niebiologicznej.
Wartość icorr jest proporcjonalna do równomiernej szybkości korozji. Jej wartość można obliczyć z następującego równania Sterna-Geary'ego:
Zgodnie z pracą Zou et al. 33, typową wartość nachylenia Tafela B w tej pracy przyjęto na poziomie 26 mV/dec. Rysunek 2d pokazuje, że icorr niebiologicznej próbki 2707 pozostał stosunkowo stabilny, podczas gdy próbka P. aeruginosa wykazywała duże wahania po pierwszych 24 godzinach. Wartości icorr próbek P. aeruginosa były o rząd wielkości wyższe niż próbek kontrolnych niebiologicznych. Tendencja ta jest zgodna z wynikami dotyczącymi oporu polaryzacji.
EIS to kolejna nieniszcząca technika stosowana do charakteryzowania reakcji elektrochemicznych na skorodowanych interfejsach. Widma impedancji i obliczone wartości pojemności próbek wystawionych na działanie mediów abiotycznych i roztworu Pseudomonas aeruginosa, rezystancja Rb pasywnej warstwy/biofilmu utworzonego na powierzchni próbki, rezystancja przeniesienia ładunku Rct, pojemność podwójnej warstwy elektrycznej (EDL) Cdl oraz parametry stałego elementu fazy (CPE) QCPE. Parametry te poddano dalszej analizie poprzez dopasowanie danych przy użyciu modelu obwodu równoważnego (EEC).
Rysunek 3 przedstawia typowe wykresy Nyquista (a i b) oraz wykresy Bodego (a' i b') 2707 próbek HDSS w środowisku abiotycznym i bulionie P. aeruginosa dla różnych czasów inkubacji. Średnica pierścienia Nyquista zmniejsza się w obecności Pseudomonas aeruginosa. Wykres Bodego (rys. 3b') pokazuje wzrost wartości całkowitej impedancji. Informacje na temat stałej czasu relaksacji można uzyskać za pomocą maksimów fazowych. Rysunek 4 przedstawia struktury fizyczne oparte na monowarstwie (a) i dwuwarstwie (b) oraz odpowiadające im EEC. CPE wprowadza się do modelu EEC. Jego admitancja i impedancja są wyrażone następująco:
Dwa modele fizyczne i odpowiadające im obwody równoważne do dopasowania widma impedancji próbki 2707 HDSS:
gdzie Y0 jest wielkością CPE, j jest liczbą urojoną lub (-1)1/2, ω jest częstotliwością kątową, a n jest indeksem mocy CPE mniejszym od jedności35. Odwrotność oporu przeniesienia ładunku (tj. 1/Rct) odpowiada szybkości korozji. Mniejsze Rct oznacza szybszą szybkość korozji27. Po 14 dniach inkubacji Rct próbek Pseudomonas aeruginosa osiągnęło 32 kΩ cm2, znacznie mniej niż 489 kΩ cm2 próbek niebiologicznych (Tabela 4).
Obrazy CLSM i obrazy SEM na rysunku 5 wyraźnie pokazują, że pokrycie biofilmem powierzchni próbki 2707 HDSS po 7 dniach jest gęste. Jednak po 14 dniach pokrycie biofilmem było rzadkie i pojawiło się kilka martwych komórek. Tabela 5 przedstawia grubość biofilmu na próbkach 2707 HDSS po narażeniu na P. aeruginosa przez 7 i 14 dni. Maksymalna grubość biofilmu zmieniła się z 23,4 μm po 7 dniach do 18,9 μm po 14 dniach. Średnia grubość biofilmu również potwierdziła tę tendencję. Zmniejszyła się z 22,2 ± 0,7 μm po 7 dniach do 17,8 ± 1,0 μm po 14 dniach.
(a) obraz 3-D CLSM po 7 dniach, (b) obraz 3-D CLSM po 14 dniach, (c) obraz SEM po 7 dniach i (d) obraz SEM po 14 dniach.
Analiza EDS ujawniła obecność pierwiastków chemicznych w biofilmach i produktach korozji w próbkach wystawionych na działanie P. aeruginosa przez 14 dni. Rysunek 6 pokazuje, że zawartość C, N, O i P w biofilmach i produktach korozji jest znacznie wyższa niż w gołych metalach, ponieważ pierwiastki te są związane z biofilmami i ich metabolitami. Mikroby potrzebują jedynie śladowych ilości chromu i żelaza. Wysokie poziomy Cr i Fe w biofilmie i produktach korozji na powierzchni próbek wskazują, że matryca metalowa utraciła pierwiastki na skutek korozji.
Po 14 dniach w podłożu 2216E zaobserwowano wżery z obecnością i bez obecności P. aeruginosa. Przed inkubacją powierzchnia próbki była gładka i bez defektów (rys. 7a). Po inkubacji i usunięciu biofilmu i produktów korozji, najgłębsze wżery na powierzchni próbek zbadano pod CLSM, jak pokazano na rysunkach 7b i c. Na powierzchni próbek kontrolnych niebiologicznych nie znaleziono żadnych widocznych wżerów (maksymalna głębokość wżeru 0,02 μm). Maksymalna głębokość wżerów spowodowana przez Pseudomonas aeruginosa wynosiła 0,52 μm po 7 dniach i 0,69 μm po 14 dniach, w oparciu o średnią maksymalną głębokość wżerów z 3 próbek (dla każdej próbki wybrano 10 maksymalnych wartości głębokości wżerów) osiągnęła odpowiednio 0,42 ± 0,12 μm i 0,52 ± 0,15 μm (Tabela 5). Wartości głębokości wgłębień są niewielkie, ale istotne.
(a) Przed narażeniem, (b) 14 dni w podłożu abiotycznym i (c) 14 dni w bulionie Pseudomonas aeruginosa.
Rysunek 8 przedstawia widma XPS różnych powierzchni próbek, a składy chemiczne analizowane dla każdej powierzchni podsumowano w Tabeli 6. W Tabeli 6, procentowe zawartości atomowe Fe i Cr w obecności P. aeruginosa (próbki A i B) były znacznie niższe niż w przypadku próbek kontrolnych niebiologicznych (próbki C i D). W przypadku próbki P. aeruginosa, krzywa widmowa rdzenia Cr 2p została dopasowana do czterech składowych szczytowych o wartościach energii wiązania (BE) wynoszących odpowiednio 574,4, 576,6, 578,3 i 586,8 eV, które można przypisać odpowiednio Cr, Cr2O3, CrO3 i Cr(OH)3 (Rys. 9a i b). W przypadku próbek niebiologicznych, widmo rdzenia Cr 2p zawiera dwa główne piki dla Cr (573,80 eV dla BE) i Cr2O3 (575,90 eV dla BE) na Rys. 9c i d. Najbardziej rzucającą się w oczy różnicą pomiędzy próbkami abiotycznymi i P. aeruginosa była obecność Cr6+ i wyższa względna frakcja Cr(OH)3 (BE 586,8 eV) pod biofilmem.
Szerokie widma XPS powierzchni próbki 2707 HDSS w obu mediach wynoszą odpowiednio 7 i 14 dni.
(a) 7 dni ekspozycji na P. aeruginosa, (b) 14 dni ekspozycji na P. aeruginosa, (c) 7 dni w środowisku abiotycznym i (d) 14 dni w środowisku abiotycznym.
HDSS wykazuje wysoki poziom odporności na korozję w większości środowisk. Kim i in. 2 podali, że UNS S32707 HDSS został zdefiniowany jako wysokostopowy DSS o PREN powyżej 45. Wartość PREN próbki 2707 HDSS w tej pracy wynosiła 49. Jest to spowodowane wysoką zawartością chromu oraz wysokim poziomem molibdenu i Ni, co jest korzystne w środowiskach kwaśnych i o wysokiej zawartości chlorków. Ponadto dobrze zbilansowany skład i wolna od defektów mikrostruktura są przydatne dla stabilności strukturalnej i odporności na korozję. Jednak pomimo doskonałej odporności chemicznej, dane eksperymentalne w tej pracy sugerują, że 2707 HDSS nie jest całkowicie odporny na MIC biofilmów P. aeruginosa.
Wyniki elektrochemiczne wykazały, że szybkość korozji 2707 HDSS w bulionie P. aeruginosa znacznie wzrosła po 14 dniach w porównaniu z podłożem niebiologicznym. Na rysunku 2a zaobserwowano zmniejszenie Eocp zarówno w podłożu abiotycznym, jak i bulionie P. aeruginosa w ciągu pierwszych 24 godzin. Następnie biofilm całkowicie pokrywa powierzchnię próbki, a Eocp staje się stosunkowo stabilny36. Jednak poziom biologicznego Eocp był znacznie wyższy niż Eocp niebiologicznego. Istnieją powody, aby sądzić, że różnica ta wynika z tworzenia się biofilmu P. aeruginosa. Na rysunku 2d w obecności P. aeruginosa wartość korygująca 2707 HDSS osiągnęła 0,627 μA cm-2, co było rzędem wielkości wyższym niż w przypadku kontroli abiotycznej (0,063 μA cm-2), co było zgodne z wartością Rct zmierzoną metodą EIS. Podczas pierwsze kilka dni, wartości impedancji w bulionie P. aeruginosa wzrosły z powodu przyczepienia się komórek P. aeruginosa i tworzenia biofilmu. Jednak gdy biofilm całkowicie pokrywa powierzchnię próbki, impedancja spada. Warstwa ochronna jest atakowana jako pierwsza z powodu tworzenia się biofilmu i metabolitów biofilmu. Dlatego odporność na korozję malała z czasem, a przyczepienie się P. aeruginosa powodowało lokalną korozję. Tendencje w mediach abiotycznych były różne. Odporność na korozję kontroli niebiologicznej była znacznie wyższa niż odpowiadająca jej wartość próbek wystawionych na działanie bulionu P. aeruginosa. Ponadto, w przypadku próbek abiotycznych, wartość Rct 2707 HDSS osiągnęła 489 kΩ cm2 w dniu 14, co stanowiło 15-krotność wartości Rct (32 kΩ cm2) w obecności P. aeruginosa. Dlatego 2707 HDSS ma doskonałą odporność na korozję w środowisku sterylnym, ale nie jest odporny na atak MIC przez biofilmy P. aeruginosa.
Te wyniki można również zaobserwować na krzywych polaryzacji na rys. 2b. Rozgałęzienie anodowe przypisano tworzeniu biofilmu Pseudomonas aeruginosa i reakcjom utleniania metalu. Jednocześnie reakcją katodową jest redukcja tlenu. Obecność P. aeruginosa znacznie zwiększyła gęstość prądu korozji, w przybliżeniu o rząd wielkości wyższą niż kontrola abiotyczna. Wskazuje to, że biofilm P. aeruginosa zwiększa lokalną korozję 2707 HDSS. Yuan i in.29 odkryli, że gęstość prądu korozji stopu Cu-Ni 70/30 wzrosła pod wpływem biofilmu P. aeruginosa. Może to być spowodowane biokatalizą redukcji tlenu przez biofilmy Pseudomonas aeruginosa. Ta obserwacja może również wyjaśniać MIC 2707 HDSS w tej pracy. Biofilmy tlenowe mogą również mieć pod sobą mniej tlenu. Dlatego niepowodzenie ponownej pasywacji powierzchni metalu przez tlen może być czynnikiem przyczyniającym się do MIC w tej pracy.
Dickinson i in.38 zasugerowali, że szybkość reakcji chemicznych i elektrochemicznych może być bezpośrednio zależna od aktywności metabolicznej bakterii siedzących na powierzchni próbki oraz charakteru produktów korozji. Jak pokazano na rysunku 5 i w tabeli 5, zarówno liczba komórek, jak i grubość biofilmu zmniejszyły się po 14 dniach. Można to racjonalnie wyjaśnić tym, że po 14 dniach większość komórek siedzących na powierzchni 2707 HDSS obumarła z powodu wyczerpania składników odżywczych w podłożu 2216E lub uwolnienia toksycznych jonów metali z matrycy 2707 HDSS. Jest to ograniczenie eksperymentów wsadowych.
W tej pracy biofilm P. aeruginosa promował lokalne zubożenie Cr i Fe pod biofilmem na powierzchni 2707 HDSS (rys. 6). W tabeli 6 przedstawiono redukcję Fe i Cr w próbce D w porównaniu z próbką C, co wskazuje, że rozpuszczone Fe i Cr spowodowane przez biofilm P. aeruginosa utrzymywały się dłużej niż przez pierwsze 7 dni. Podłoże 2216E jest używane do symulacji środowisk morskich. Zawiera 17700 ppm Cl-, co jest porównywalne z tym występującym w naturalnej wodzie morskiej. Obecność 17700 ppm Cl- była głównym powodem redukcji Cr w 7- i 14-dniowych próbkach abiotycznych analizowanych metodą XPS. W porównaniu z próbkami P. aeruginosa, rozpuszczenie Cr w próbkach abiotycznych było znacznie mniejsze ze względu na silną odporność 2707 HDSS na Cl− w środowiskach abiotycznych. Rysunek 9 przedstawia obecność Cr6+ w film pasywacyjny. Może on brać udział w usuwaniu Cr z powierzchni stali przez biofilmy P. aeruginosa, jak sugerują Chen i Clayton.
Ze względu na wzrost bakterii, wartości pH podłoża przed i po hodowli wynosiły odpowiednio 7,4 i 8,2. Dlatego też, poniżej biofilmu P. aeruginosa, mało prawdopodobne jest, aby korozja kwasami organicznymi była czynnikiem przyczyniającym się do tej pracy ze względu na stosunkowo wysokie pH w podłożu zbiorczym. pH niebiologicznego podłoża kontrolnego nie zmieniło się znacząco (z początkowego 7,4 do końcowego 7,5) w ciągu 14-dniowego okresu testowego. Wzrost pH w podłożu inokulacyjnym po inkubacji był spowodowany aktywnością metaboliczną P. aeruginosa i stwierdzono, że ma taki sam wpływ na pH w przypadku braku pasków testowych.
Jak pokazano na rysunku 7, maksymalna głębokość wżerów spowodowana przez biofilm P. aeruginosa wyniosła 0,69 μm i była znacznie większa niż w środowisku abiotycznym (0,02 μm). Jest to zgodne z danymi elektrochemicznymi opisanymi powyżej. Głębokość wżerów wynosząca 0,69 μm jest ponad dziesięciokrotnie mniejsza niż wartość 9,5 μm zgłoszona dla 2205 DSS w tych samych warunkach. Dane te pokazują, że 2707 HDSS wykazuje lepszą odporność na MIC w porównaniu do 2205 DSS. Nie powinno to być zaskoczeniem, ponieważ 2707 HDSS ma wyższą zawartość chromu, zapewniając dłuższą pasywację dzięki zrównoważonej strukturze fazowej bez szkodliwych wtórnych osadów, co utrudnia depasywację P. aeruginosa i zaćmienie punktów początkowych.
Podsumowując, na powierzchni stali 2707 HDSS w bulionie P. aeruginosa stwierdzono wżery MIC, podczas gdy w środowiskach abiotycznych wżery te były nieistotne. Niniejsza praca pokazuje, że stal 2707 HDSS ma lepszą odporność na MIC niż stal 2205 DSS, ale nie jest w pełni odporna na MIC ze względu na biofilm P. aeruginosa. Wyniki te pomagają w wyborze odpowiednich stali nierdzewnych i oszacowaniu okresu eksploatacji w środowisku morskim.
Kupon na 2707 HDSS jest dostarczany przez Wydział Metalurgii Northeastern University (NEU) w Shenyang w Chinach. Skład pierwiastkowy 2707 HDSS przedstawiono w Tabeli 1, który został przeanalizowany przez Wydział Analizy i Testowania Materiałów NEU. Wszystkie próbki poddano działaniu roztworu w temperaturze 1180 °C przez 1 godzinę. Przed badaniem korozji, monetarny 2707 HDSS o górnej odsłoniętej powierzchni 1 cm2 został wypolerowany do gradacji 2000 papierem z węglika krzemu, a następnie dodatkowo polerowany zawiesiną proszku Al2O3 o wielkości 0,05 μm. Boki i spód zabezpieczono obojętną farbą. Po wysuszeniu próbki przepłukano sterylną dejonizowaną wodą i sterylizowano 75% (v/v) etanolem przez 0,5 godz. Następnie przed użyciem suszono je na powietrzu w świetle ultrafioletowym (UV) przez 0,5 godziny.
Szczep Marine Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 zakupiono w Xiamen Marine Culture Collection Center (MCCC), Chiny. Pseudomonas aeruginosa hodowano tlenowo w temperaturze 37°C w 250 ml kolbach i 500 ml szklanych ogniwach elektrochemicznych przy użyciu płynnego podłoża Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Qingdao, Chiny). Podłoże (g/l): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0016 NH3, 0016 NH3, 0,016 NaH2PO4, 5,0 peptonu, 1,0 ekstraktu drożdżowego i 0,1 cytrynianu żelaza. Autoklawować w temperaturze 121°C przez 20 minut przed inokulacją. Policzyć komórki siedzące i planktonowe za pomocą hemocytometru pod mikroskopem świetlnym przy powiększeniu 400X. Początkowe stężenie komórek planktonowych Pseudomonas aeruginosa bezpośrednio po inokulacji wynosiło około 106 komórek/ml.
Badania elektrochemiczne przeprowadzono w klasycznej trójelektrodowej szklanej celi o objętości medium 500 ml. Platynowa blacha i nasycona elektroda kalomelowa (SCE) zostały podłączone do reaktora za pomocą kapilar Luggina wypełnionych mostkami solnymi, służących odpowiednio jako elektrody przeciwne i odniesienia. Aby wykonać elektrody robocze, do każdej próbki przymocowano gumowany drut miedziany i pokryto go żywicą epoksydową, pozostawiając około 1 cm2 odsłoniętej jednostronnej powierzchni dla elektrody roboczej. Podczas pomiarów elektrochemicznych próbki umieszczono w medium 2216E i utrzymywano w stałej temperaturze inkubacji (37 °C) w łaźni wodnej. Dane dotyczące OCP, LPR, EIS i potencjalnej polaryzacji dynamicznej mierzono za pomocą potencjostatu Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., USA). Badania LPR rejestrowano przy częstotliwości skanowania 0,125 mV s-1 w zakresie od -5 do 5 mV z Eocp i częstotliwością próbkowania 1 Hz.EIS wykonano przy użyciu fali sinusoidalnej w zakresie częstotliwości od 0,01 do 10 000 Hz, stosując napięcie przyłożone 5 mV przy ustalonym Eocp. Przed pomiarem potencjału elektrody znajdowały się w trybie obwodu otwartego, aż do osiągnięcia stabilnej wartości potencjału korozji swobodnej. Następnie krzywe polaryzacji przebiegły od -0,2 do 1,5 V względem Eocp przy szybkości skanowania 0,166 mV/s. Każdy test powtórzono 3 razy z obecnością i bez obecności P. aeruginosa.
Próbki do analizy metalograficznej polerowano mechanicznie papierem ściernym SiC o gradacji 2000, a następnie dodatkowo polerowano zawiesiną proszku Al2O3 o granulacji 0,05 μm w celu obserwacji optycznej. Analizę metalograficzną przeprowadzono przy użyciu mikroskopu optycznego. Próbki wytrawiono 10% wag. roztworem wodorotlenku potasu 43.
Po inkubacji próbki przemywano 3 razy buforowanym fosforanem roztworem soli fizjologicznej (PBS) (pH 7,4 ± 0,2), a następnie utrwalano 2,5% (obj./obj.) glutaraldehydem przez 10 godzin w celu utrwalenia biofilmu. Następnie odwadniano go za pomocą stopniowanej serii (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% i 100% obj./obj.) etanolu przed suszeniem na powietrzu. Na koniec powierzchnia próbki była natryskiwana złotą warstwą w celu zapewnienia przewodności do obserwacji SEM. Obrazy SEM były skupione na punktach z najbardziej siedzącymi komórkami P. aeruginosa na powierzchni każdego okazu. Wykonano analizę EDS w celu znalezienia pierwiastków chemicznych. Do pomiaru głębokości wżerów użyto konfokalnego mikroskopu skaningowego Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Niemcy). Aby zaobserwować korozję wżery pod biofilmem, próbka testowa została najpierw oczyszczona zgodnie z Chińską Normą Narodową (CNS) GB/T4334.4-2000 w celu usunięcia produktów korozji i biofilmu z powierzchni próbki testowej.
Analizę metodą spektroskopii fotoelektronów rentgenowskich (XPS, system do analizy powierzchni ESCALAB250, Thermo VG, USA) wykonano przy użyciu monochromatycznego źródła promieni rentgenowskich (linia aluminiowa Kα o energii 1500 eV i mocy 150 W) w szerokim zakresie energii wiązania: od 0 w warunkach standardowych do 1350 eV. Widma o wysokiej rozdzielczości zarejestrowano przy użyciu energii przejścia 50 eV i kroku o wielkości 0,2 eV.
Wyinkubowane próbki wyjęto i delikatnie przepłukano PBS (pH 7,4 ± 0,2) przez 15 s45. Aby zaobserwować żywotność bakterii w biofilmach na próbkach, biofilmy barwiono przy użyciu zestawu LIVE/DEAD BacLight Bacterial Viability Kit (Invitrogen, Eugene, OR, USA). Zestaw zawiera dwa barwniki fluorescencyjne: zielony barwnik fluorescencyjny SYTO-9 i czerwony barwnik fluorescencyjny jodek propidyny (PI). W CLSM kropki z fluorescencyjną zielenią i czerwienią oznaczają odpowiednio żywe i martwe komórki. Do barwienia 1 ml mieszaniny zawierającej 3 μl SYTO-9 i 3 μl roztworu PI inkubowano przez 20 minut w temperaturze pokojowej (23 oC) w ciemności. Następnie barwione próbki obserwowano przy dwóch długościach fal (488 nm dla żywych komórek i 559 nm dla martwych komórek) przy użyciu Urządzenie Nikon CLSM (C2 Plus, Nikon, Japonia). Grubość biofilmu mierzono w trybie skanowania 3D.
Jak cytować ten artykuł: Li, H. i in. Korozja mikrobiologiczna stali nierdzewnej super duplex 2707 powodowana przez biofilm morski Pseudomonas aeruginosa. Science. Rep. 6, 20190; doi: 10.1038/srep20190 (2016).
Zanotto, F., Grassi, V., Balbo, A., Monticelli, C. i Zucchi, F. Pękanie korozyjne naprężeniowe stali nierdzewnej typu duplex LDX 2101 w roztworze chlorkowym w obecności tiosiarczanu.coros.science.80, 205–212 (2014).
Kim, ST, Jang, SH, Lee, IS i Park, YS Wpływ obróbki cieplnej w roztworze i azotu w gazie osłonowym na odporność na korozję wżerową spoin stali nierdzewnej superduplex.coros.science.53, 1939–1947 (2011).
Shi, X., Avci, R., Geiser, M. i Lewandowski, Z. Porównawcze badanie chemiczne korozji wżerowej wywołanej mikrobiologicznie i elektrochemicznie w stali nierdzewnej 316L.coros.science.45, 2577–2595 (2003).
Luo, H., Dong, CF, Li, XG i Xiao, K. Zachowanie elektrochemiczne stali nierdzewnej dupleksowej 2205 w roztworach alkalicznych o różnym pH w obecności chlorków. Electrochim.Journal.64, 211–220 (2012).
Little, BJ, Lee, JS i Ray, RI Wpływ biofilmu morskiego na korozję: zwięzły przegląd.Electrochim.Journal.54, 2-7 (2008).