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La corrosione microbica (MIC) è un problema serio in molti settori in quanto può causare enormi perdite economiche. L'acciaio inossidabile super duplex 2707 (2707 HDSS) è stato utilizzato in ambienti marini grazie alla sua eccellente resistenza chimica. Tuttavia, la sua resistenza alla MIC non è stata dimostrata sperimentalmente. In questo studio, è stato studiato il comportamento della MIC dell'2707 HDSS causato dal batterio aerobico marino Pseudomonas aeruginosa. L'analisi elettrochimica ha mostrato che in presenza di biofilm di Pseudomonas aeruginosa nel mezzo 2216E, si è verificato un cambiamento positivo nel potenziale di corrosione e un aumento nella densità di corrente di corrosione. L'analisi della spettroscopia fotoelettronica a raggi X (XPS) ha mostrato una diminuzione del contenuto di Cr sulla superficie del campione sotto il biofilm. L'analisi delle immagini delle fossette ha mostrato che il biofilm di P. aeruginosa ha prodotto una profondità massima delle fossette di 0,69 μm durante 14 giorni di incubazione. Sebbene questo sia piccolo, indica che 2707 HDSS non è completamente immune alla MIC dei biofilm di P. aeruginosa.
Gli acciai inossidabili duplex (DSS) sono ampiamente utilizzati in vari settori per la loro combinazione ideale di eccellenti proprietà meccaniche e resistenza alla corrosione1,2. Tuttavia, si verificano ancora delle vaiolatura localizzata che compromettono l'integrità di questo acciaio3,4. Il DSS non è resistente alla corrosione microbica (MIC)5,6. Nonostante l'ampia gamma di applicazioni del DSS, ci sono ancora ambienti in cui la resistenza alla corrosione del DSS non è sufficiente per un uso a lungo termine. Ciò significa che sono necessari materiali più costosi con una maggiore resistenza alla corrosione. Jeon et al7 hanno scoperto che anche gli acciai inossidabili super duplex (SDSS) presentano alcune limitazioni in termini di resistenza alla corrosione. Pertanto, in alcune applicazioni sono necessari acciai inossidabili super duplex (HDSS) con una maggiore resistenza alla corrosione. Ciò ha portato allo sviluppo di HDSS altamente legati.
La resistenza alla corrosione del DSS dipende dal rapporto tra le fasi alfa e gamma e dalle regioni 8, 9, 10 impoverite di Cr, Mo e W adiacenti alla seconda fase. L'HDSS contiene un elevato contenuto di Cr, Mo e N11, quindi ha un'eccellente resistenza alla corrosione e un elevato valore (45-50) di Pitting Resistance Equivalent Number (PREN), determinato da wt.% Cr + 3,3 (wt.% Mo + 0,5 wt% W) + 16 wt% N12. La sua eccellente resistenza alla corrosione si basa su una composizione bilanciata contenente circa il 50% di fasi ferrite (α) e il 50% di fasi austenite (γ), l'HDSS ha migliori proprietà meccaniche e una maggiore resistenza rispetto al DSS convenzionale13. Proprietà di corrosione del cloruro. La migliorata resistenza alla corrosione amplia l'uso dell'HDSS in ambienti con cloruri più corrosivi, come gli ambienti marini.
Le MIC rappresentano un problema importante in molti settori, come quello petrolifero, del gas e dei servizi idrici14. Le MIC rappresentano il 20% di tutti i danni da corrosione15. Le MIC sono corrosione bioelettrochimica osservabile in molti ambienti. I biofilm che si formano sulle superfici metalliche alterano le condizioni elettrochimiche, influenzando così il processo di corrosione. Si ritiene ampiamente che la corrosione da MIC sia causata dai biofilm. I microrganismi elettrogenici corrodono i metalli per ottenere energia di sostentamento per sopravvivere17. Recenti studi sulle MIC hanno dimostrato che l'EET (trasferimento di elettroni extracellulare) è il fattore limitante la velocità delle MIC indotte dai microrganismi elettrogenici. Zhang et al. 18 hanno dimostrato che i mediatori elettronici accelerano il trasferimento di elettroni tra le cellule di Desulfovibrio sessificans e l'acciaio inossidabile 304, portando a un attacco da MIC più grave. Enning et al. 19 e Venzlaff et al. 20 hanno dimostrato che i biofilm dei batteri solfato-riduttori corrosivi (SRB) possono assorbire direttamente gli elettroni dai substrati metallici, causando una grave corrosione puntiforme.
È noto che il DSS è sensibile alla MIC in ambienti contenenti SRB, batteri ferro-riduttori (IRB), ecc. 21 Questi batteri causano vaiolatura localizzata sulle superfici del DSS sotto i biofilm22,23. A differenza del DSS, la MIC dell'HDSS24 è poco nota.
Pseudomonas aeruginosa è un batterio Gram-negativo mobile a forma di bastoncello, ampiamente distribuito in natura25. Pseudomonas aeruginosa è anche un importante gruppo microbico nell'ambiente marino, che causa MIC nell'acciaio. Pseudomonas è strettamente coinvolto nei processi di corrosione ed è riconosciuto come un colonizzatore pioniere durante la formazione del biofilm. Mahat et al. 28 e Yuan et al. 29 hanno dimostrato che Pseudomonas aeruginosa ha la tendenza ad aumentare la velocità di corrosione dell'acciaio dolce e delle leghe in ambienti acquosi.
L'obiettivo principale di questo lavoro era quello di studiare le proprietà MIC dell'HDSS 2707 causate dal batterio marino aerobico Pseudomonas aeruginosa utilizzando metodi elettrochimici, tecniche di analisi superficiale e analisi dei prodotti di corrosione. Sono stati eseguiti studi elettrochimici tra cui potenziale a circuito aperto (OCP), resistenza di polarizzazione lineare (LPR), spettroscopia di impedenza elettrochimica (EIS) e polarizzazione dinamica del potenziale per studiare il comportamento MIC dell'HDSS 2707. È stata eseguita un'analisi spettrometrica a dispersione di energia (EDS) per individuare gli elementi chimici sulla superficie corrosa. Inoltre, è stata utilizzata un'analisi spettroscopica fotoelettronica a raggi X (XPS) per determinare la stabilità della passivazione del film di ossido sotto l'influenza di un ambiente marino contenente Pseudomonas aeruginosa. La profondità della cavità è stata misurata con un microscopio confocale a scansione laser (CLSM).
La tabella 1 elenca la composizione chimica dell'HDSS 2707. La tabella 2 mostra che l'HDSS 2707 ha eccellenti proprietà meccaniche con un limite di snervamento di 650 MPa. La figura 1 mostra la microstruttura ottica dell'HDSS 2707 trattato termicamente in soluzione. Nella microstruttura contenente circa il 50% di fasi di austenite e il 50% di fasi di ferrite, si possono osservare bande allungate di fasi di austenite e ferrite senza fasi secondarie.
La figura 2a mostra il potenziale di circuito aperto (Eocp) in funzione dei dati del tempo di esposizione per 2707 HDSS nel terreno abiotico 2216E e nel brodo P. aeruginosa per 14 giorni a 37 °C. Essa mostra che il cambiamento più grande e significativo nell'Eocp si verifica entro le prime 24 ore. I valori dell'Eocp in entrambi i casi hanno raggiunto il picco a -145 mV (rispetto a SCE) intorno alle 16 ore e poi sono diminuiti bruscamente, raggiungendo -477 mV (rispetto a SCE) e -236 mV (rispetto a SCE) rispettivamente per il campione abiotico e P). Rispettivamente tagliandi di Pseudomonas aeruginosa. Dopo 24 ore, il valore Eocp di 2707 HDSS per P. aeruginosa era relativamente stabile a -228 mV (rispetto a SCE), mentre il valore corrispondente per i campioni non biologici era di circa -442 mV (rispetto a SCE). L'Eocp in presenza di P. aeruginosa era piuttosto basso.
Test elettrochimici di 2707 campioni di HDSS in mezzo abiotico e brodo di Pseudomonas aeruginosa a 37 °C:
(a) Eocp in funzione del tempo di esposizione, (b) curve di polarizzazione al giorno 14, (c) Rp in funzione del tempo di esposizione e (d) icorr in funzione del tempo di esposizione.
Nella Tabella 3 sono elencati i valori dei parametri di corrosione elettrochimica di 2707 campioni di HDSS esposti a mezzo abiotico e mezzo inoculato con Pseudomonas aeruginosa per 14 giorni. Le tangenti delle curve anodiche e catodiche sono state estrapolate per arrivare alle intersezioni che producono la densità di corrente di corrosione (icorr), il potenziale di corrosione (Ecorr) e le pendenze di Tafel (βα e βc) secondo metodi standard30,31.
Come mostrato nella Figura 2b, lo spostamento verso l'alto della curva P. aeruginosa ha determinato un aumento di Ecorr rispetto alla curva abiotica. Il valore icorr, che è proporzionale alla velocità di corrosione, è aumentato a 0,328 μA cm-2 nel campione di Pseudomonas aeruginosa, quattro volte superiore a quello del campione non biologico (0,087 μA cm-2).
LPR è un classico metodo elettrochimico non distruttivo per l'analisi rapida della corrosione. È stato utilizzato anche per studiare MIC32. La Figura 2c mostra la resistenza di polarizzazione (Rp) in funzione del tempo di esposizione. Un valore Rp più elevato significa minore corrosione. Entro le prime 24 ore, l'Rp di 2707 HDSS ha raggiunto un valore massimo di 1955 kΩ cm2 per i campioni abiotici e 1429 kΩ cm2 per i campioni di Pseudomonas aeruginosa. La Figura 2c mostra anche che il valore Rp è diminuito rapidamente dopo un giorno ed è poi rimasto relativamente invariato per i successivi 13 giorni. Il valore Rp del campione di Pseudomonas aeruginosa è di circa 40 kΩ cm2, che è molto inferiore al valore di 450 kΩ cm2 del campione non biologico.
Il valore icorr è proporzionale alla velocità di corrosione uniforme. Il suo valore può essere calcolato dalla seguente equazione di Stern-Geary,
Seguendo Zou et al. 33, in questo lavoro si è ipotizzato un valore tipico della pendenza Tafel B pari a 26 mV/dec. La figura 2d mostra che l'icorr del campione non biologico 2707 è rimasto relativamente stabile, mentre il campione di P. aeruginosa ha subito notevoli fluttuazioni dopo le prime 24 ore. I valori di icorr dei campioni di P. aeruginosa erano di un ordine di grandezza superiori rispetto ai controlli non biologici. Questa tendenza è coerente con i risultati della resistenza alla polarizzazione.
L'EIS è un'altra tecnica non distruttiva utilizzata per caratterizzare le reazioni elettrochimiche nelle interfacce corrose. Spettri di impedenza e valori di capacità calcolati di campioni esposti a mezzi abiotici e soluzione di Pseudomonas aeruginosa, resistenza Rb del film passivo/biofilm formato sulla superficie del campione, resistenza di trasferimento di carica Rct, capacità del doppio strato elettrico (EDL) Cdl e parametri dell'elemento di fase costante (CPE) QCPE. Questi parametri sono stati ulteriormente analizzati adattando i dati utilizzando un modello di circuito equivalente (EEC).
La figura 3 mostra tipici diagrammi di Nyquist (a e b) e diagrammi di Bode (a' e b') di 2707 campioni di HDSS in mezzo abiotico e brodo di P. aeruginosa per diversi tempi di incubazione. Il diametro dell'anello di Nyquist diminuisce in presenza di Pseudomonas aeruginosa. Il diagramma di Bode (Fig. 3b') mostra un aumento dell'entità dell'impedenza totale. Informazioni sulla costante di tempo di rilassamento possono essere fornite dai massimi di fase. La figura 4 mostra le strutture fisiche basate su monostrato (a) e doppio strato (b) e i loro corrispondenti EEC. Il CPE viene introdotto nel modello EEC. La sua ammettenza e impedenza sono espresse come segue:
Due modelli fisici e corrispondenti circuiti equivalenti per adattare lo spettro di impedenza del campione HDSS 2707:
dove Y0 è l'entità del CPE, j è il numero immaginario o (-1)1/2, ω è la frequenza angolare e n è l'indice di potenza CPE inferiore a uno35. L'inverso della resistenza al trasferimento di carica (ovvero 1/Rct) corrisponde alla velocità di corrosione. Un Rct più piccolo indica una velocità di corrosione più rapida27. Dopo 14 giorni di incubazione, l'Rct dei campioni di Pseudomonas aeruginosa ha raggiunto 32 kΩ cm2, molto più piccolo dei 489 kΩ cm2 dei campioni non biologici (Tabella 4).
Le immagini CLSM e SEM nella Figura 5 mostrano chiaramente che la copertura del biofilm sulla superficie del campione 2707 HDSS dopo 7 giorni è densa. Tuttavia, dopo 14 giorni, la copertura del biofilm era scarsa e sono apparse alcune cellule morte. La Tabella 5 mostra lo spessore del biofilm sui campioni 2707 HDSS dopo l'esposizione a P. aeruginosa per 7 e 14 giorni. Lo spessore massimo del biofilm è cambiato da 23,4 μm dopo 7 giorni a 18,9 μm dopo 14 giorni. Anche lo spessore medio del biofilm ha confermato questa tendenza. È diminuito da 22,2 ± 0,7 μm dopo 7 giorni a 17,8 ± 1,0 μm dopo 14 giorni.
(a) Immagine CLSM 3D dopo 7 giorni, (b) Immagine CLSM 3D dopo 14 giorni, (c) Immagine SEM dopo 7 giorni e (d) Immagine SEM dopo 14 giorni.
L'EDS ha rivelato elementi chimici nei biofilm e nei prodotti di corrosione su campioni esposti a P. aeruginosa per 14 giorni. La Figura 6 mostra che il contenuto di C, N, O e P nei biofilm e nei prodotti di corrosione è molto più elevato rispetto a quello nei metalli nudi, perché questi elementi sono associati ai biofilm e ai loro metaboliti. I microbi necessitano solo di tracce di cromo e ferro. Livelli elevati di Cr e Fe nel biofilm e nei prodotti di corrosione sulla superficie dei campioni indicano che la matrice metallica ha perso elementi a causa della corrosione.
Dopo 14 giorni, è stata osservata la formazione di vaiolatura con e senza P. aeruginosa nel terreno 2216E. Prima dell'incubazione, la superficie del campione era liscia e priva di difetti (Fig. 7a). Dopo l'incubazione e la rimozione del biofilm e dei prodotti di corrosione, le vaiolatura più profonde sulla superficie dei campioni sono state esaminate con CLSM, come mostrato nelle Figure 7b e c. Non sono state trovate vaiolatura evidenti sulla superficie dei campioni di controllo non biologici (profondità massima della vaiolatura 0,02 μm). La profondità massima della vaiolatura causata da Pseudomonas aeruginosa è stata di 0,52 μm dopo 7 giorni e di 0,69 μm dopo 14 giorni, in base alla profondità massima media della vaiolatura di 3 campioni (sono stati selezionati 10 valori di profondità massima della vaiolatura per ciascun campione) ha raggiunto rispettivamente 0,42 ± 0,12 μm e 0,52 ± 0,15 μm (Tabella 5). Questi valori di profondità della fossa sono piccoli ma importanti.
(a) Prima dell'esposizione, (b) 14 giorni in mezzo abiotico e (c) 14 giorni in brodo di Pseudomonas aeruginosa.
La Figura 8 mostra gli spettri XPS di diverse superfici di campioni e le composizioni chimiche analizzate per ciascuna superficie sono riassunte nella Tabella 6. Nella Tabella 6, le percentuali atomiche di Fe e Cr in presenza di P. aeruginosa (campioni A e B) erano molto inferiori a quelle dei campioni di controllo non biologici (campioni C e D). Per il campione di P. aeruginosa, la curva spettrale del livello centrale di Cr 2p è stata adattata a quattro componenti di picco con valori di energia di legame (BE) di 574,4, 576,6, 578,3 e 586,8 eV, che possono essere attribuiti rispettivamente a Cr, Cr2O3, CrO3 e Cr(OH)3 (Fig. 9a e b). Per i campioni non biologici, lo spettro del livello centrale di Cr 2p contiene due picchi principali per Cr (573,80 eV per BE) e Cr2O3 (575,90 eV per BE) rispettivamente nella Fig. 9c e d. La differenza più evidente tra i campioni abiotici e quelli di P. aeruginosa era la presenza di Cr6+ e di una frazione relativa più elevata di Cr(OH)3 (BE di 586,8 eV) sotto il biofilm.
Gli spettri XPS ampi della superficie del campione 2707 HDSS nei due supporti sono rispettivamente di 7 e 14 giorni.
(a) 7 giorni di esposizione a P. aeruginosa, (b) 14 giorni di esposizione a P. aeruginosa, (c) 7 giorni in mezzo abiotico e (d) 14 giorni in mezzo abiotico.
L'HDSS mostra elevati livelli di resistenza alla corrosione nella maggior parte degli ambienti. Kim et al. 2 hanno riferito che l'HDSS UNS S32707 è stato definito come un DSS altamente legato con un PREN superiore a 45. Il valore PREN del campione di HDSS 2707 in questo lavoro era 49. Ciò è dovuto al suo elevato contenuto di cromo e agli alti livelli di molibdeno e Ni, che sono vantaggiosi in ambienti acidi e ad alto contenuto di cloruri. Inoltre, una composizione ben bilanciata e una microstruttura priva di difetti sono utili per la stabilità strutturale e la resistenza alla corrosione. Tuttavia, nonostante la sua eccellente resistenza chimica, i dati sperimentali in questo lavoro suggeriscono che l'HDSS 2707 non è completamente immune alla MIC dei biofilm di P. aeruginosa.
I risultati elettrochimici hanno mostrato che il tasso di corrosione di 2707 HDSS nel brodo di P. aeruginosa è aumentato significativamente dopo 14 giorni rispetto al mezzo non biologico. Nella Figura 2a, è stata osservata una riduzione dell'Eocp sia nel mezzo abiotico che nel brodo di P. aeruginosa durante le prime 24 ore. Successivamente, il biofilm ha completato la copertura della superficie del campione e l'Eocp diventa relativamente stabile36. Tuttavia, il livello di Eocp biologico era molto più alto di quello dell'Eocp non biologico. Vi è motivo di credere che questa differenza sia dovuta alla formazione del biofilm di P. aeruginosa. Nella Fig. 2d, in presenza di P. aeruginosa, il valore icorr di 2707 HDSS ha raggiunto 0,627 μA cm-2, che era un ordine di grandezza superiore a quello del controllo abiotico (0,063 μA cm-2), che era coerente con il valore Rct misurato da EIS. Durante i primi giorni, i valori di impedenza nel brodo di P. aeruginosa sono aumentati a causa dell'adesione delle cellule di P. aeruginosa e della formazione di biofilm. Tuttavia, quando il biofilm copre completamente la superficie del campione, l'impedenza diminuisce. Lo strato protettivo viene attaccato per primo a causa della formazione di biofilm e metaboliti del biofilm. Pertanto, la resistenza alla corrosione è diminuita nel tempo e l'adesione di P. aeruginosa ha causato corrosione localizzata. Le tendenze nei mezzi abiotici erano diverse. La resistenza alla corrosione del controllo non biologico era molto superiore al valore corrispondente dei campioni esposti al brodo di P. aeruginosa. Inoltre, per i campioni abiotici, il valore Rct di 2707 HDSS ha raggiunto 489 kΩ cm2 il giorno 14, che era 15 volte il valore Rct (32 kΩ cm2) in presenza di P. aeruginosa. Pertanto, 2707 HDSS ha un'eccellente resistenza alla corrosione in un ambiente sterile ambiente, ma non è resistente all'attacco MIC da parte dei biofilm di P. aeruginosa.
Questi risultati possono anche essere osservati dalle curve di polarizzazione in Fig. 2b. La ramificazione anodica è stata attribuita alla formazione di biofilm di Pseudomonas aeruginosa e alle reazioni di ossidazione del metallo. Allo stesso tempo, la reazione catodica è la riduzione dell'ossigeno. La presenza di P. aeruginosa ha aumentato notevolmente la densità di corrente di corrosione, circa un ordine di grandezza superiore al controllo abiotico. Ciò indica che il biofilm di P. aeruginosa aumenta la corrosione localizzata di 2707 HDSS. Yuan et al29 hanno scoperto che la densità di corrente di corrosione della lega 70/30 Cu-Ni è aumentata sotto la sfida del biofilm di P. aeruginosa. Ciò può essere dovuto alla biocatalisi della riduzione dell'ossigeno da parte dei biofilm di Pseudomonas aeruginosa. Questa osservazione può anche spiegare la MIC di 2707 HDSS in questo lavoro. I biofilm aerobici possono anche avere meno ossigeno al di sotto di essi. Pertanto, l'incapacità di ri-passivare la superficie metallica da parte dell'ossigeno può essere un fattore contribuente. fattore del MIC in questo lavoro.
Dickinson et al. 38 hanno suggerito che la velocità delle reazioni chimiche ed elettrochimiche può essere direttamente influenzata dall'attività metabolica dei batteri sessili sulla superficie del campione e dalla natura dei prodotti di corrosione. Come mostrato nella Figura 5 e nella Tabella 5, sia il numero di cellule sia lo spessore del biofilm sono diminuiti dopo 14 giorni. Ciò può essere ragionevolmente spiegato dal fatto che dopo 14 giorni la maggior parte delle cellule sessili sulla superficie dell'HDSS 2707 è morta a causa della deplezione dei nutrienti nel mezzo 2216E o del rilascio di ioni metallici tossici dalla matrice dell'HDSS 2707. Questa è una limitazione degli esperimenti in batch.
In questo lavoro, il biofilm di P. aeruginosa ha promosso l'esaurimento locale di Cr e Fe sotto il biofilm sulla superficie di 2707 HDSS (Fig. 6). Nella Tabella 6, la riduzione di Fe e Cr nel campione D rispetto al campione C, indicando che Fe e Cr disciolti causati dal biofilm di P. aeruginosa sono persistiti oltre i primi 7 giorni. Il mezzo 2216E viene utilizzato per simulare ambienti marini. Contiene 17700 ppm di Cl-, che è paragonabile a quello trovato nell'acqua di mare naturale. La presenza di 17700 ppm di Cl- è stata la ragione principale della riduzione di Cr nei campioni abiotici di 7 e 14 giorni analizzati tramite XPS. Rispetto ai campioni di P. aeruginosa, la dissoluzione di Cr nei campioni abiotici è stata molto inferiore a causa della forte resistenza al Cl− di 2707 HDSS in ambienti abiotici. La Figura 9 mostra la presenza di Cr6+ nella passivazione film. Potrebbe essere coinvolto nella rimozione del Cr dalle superfici in acciaio da parte dei biofilm di P. aeruginosa, come suggerito da Chen e Clayton.
A causa della crescita batterica, i valori del pH del mezzo prima e dopo la coltivazione erano rispettivamente 7,4 e 8,2. Pertanto, al di sotto del biofilm di P. aeruginosa, è improbabile che la corrosione degli acidi organici sia un fattore che contribuisce a questo lavoro a causa del pH relativamente elevato nel mezzo di massa. Il pH del mezzo di controllo non biologico non è cambiato in modo significativo (da un valore iniziale di 7,4 a un valore finale di 7,5) durante il periodo di prova di 14 giorni. L'aumento del pH nel mezzo di inoculazione dopo l'incubazione era dovuto all'attività metabolica di P. aeruginosa e si è riscontrato che aveva lo stesso effetto sul pH in assenza di strisce reattive.
Come mostrato nella Figura 7, la profondità massima della fossetta causata dal biofilm di P. aeruginosa era di 0,69 μm, molto maggiore di quella del mezzo abiotico (0,02 μm). Ciò è coerente con i dati elettrochimici descritti sopra. La profondità della fossetta di 0,69 μm è più di dieci volte inferiore al valore di 9,5 μm riportato per il DSS 2205 nelle stesse condizioni. Questi dati dimostrano che l'HDSS 2707 presenta una migliore resistenza alla MIC rispetto al DSS 2205. Ciò non dovrebbe sorprendere, poiché l'HDSS 2707 ha un contenuto di cromo più elevato, garantendo una passivazione più duratura, grazie alla struttura di fase bilanciata senza precipitati secondari dannosi, rendendo più difficile per P. aeruginosa depassivare e i punti di inizio eclissarsi.
In conclusione, sulla superficie dell'HDSS 2707 nel brodo di P. aeruginosa è stata riscontrata una corrosione puntiforme della MIC rispetto a una corrosione puntiforme trascurabile nei mezzi abiotici. Questo lavoro dimostra che l'HDSS 2707 ha una migliore resistenza alla MIC rispetto al DSS 2205, ma non è completamente immune alla MIC dovuta al biofilm di P. aeruginosa. Questi risultati aiutano nella selezione di acciai inossidabili adatti e nella stima della durata utile per l'ambiente marino.
Il coupon per 2707 HDSS è fornito dalla School of Metallurgy della Northeastern University (NEU) di Shenyang, Cina. La composizione elementare di 2707 HDSS è mostrata nella Tabella 1, che è stata analizzata dal Dipartimento di analisi e collaudo dei materiali della NEU. Tutti i campioni sono stati trattati con soluzione a 1180 °C per 1 ora. Prima del test di corrosione, 2707 HDSS a forma di moneta con una superficie superiore esposta di 1 cm2 è stato lucidato a grana 2000 con carta al carburo di silicio e ulteriormente lucidato con una sospensione di polvere di Al2O3 da 0,05 μm. I lati e il fondo sono protetti da vernice inerte. Dopo l'asciugatura, i campioni sono stati risciacquati con acqua deionizzata sterile e sterilizzati con etanolo al 75% (v/v) per 0,5 ore. Sono stati quindi asciugati all'aria sotto luce ultravioletta (UV) per 0,5 ore prima dell'uso.
Il ceppo di Pseudomonas aeruginosa marino MCCC 1A00099 è stato acquistato dal Xiamen Marine Culture Collection Center (MCCC), Cina. Pseudomonas aeruginosa è stato coltivato in condizioni aerobiche a 37 °C in fiasche da 250 ml e celle di vetro elettrochimiche da 500 ml utilizzando il terreno liquido Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Qingdao, Cina). Terreno (g/L): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0,016 NH3, 0,016 NH3, 0016 NaH2PO4, 5,0 peptone, 1,0 estratto di lievito e 0,1 citrato ferrico. Autoclavare a 121 °C per 20 minuti prima dell'inoculazione. Contare le cellule sessili e planctoniche utilizzando un emocitometro sotto un microscopio ottico con ingrandimento 400X. La concentrazione cellulare iniziale di Pseudomonas aeruginosa planctonica subito dopo l'inoculazione era di circa 106 cellule/ml.
I test elettrochimici sono stati eseguiti in una classica cella di vetro a tre elettrodi con un volume medio di 500 ml. Un foglio di platino e un elettrodo a calomelano saturo (SCE) sono stati collegati al reattore tramite capillari di Luggin riempiti con ponti salini, che fungevano rispettivamente da controelettrodi e da elettrodi di riferimento. Per realizzare gli elettrodi di lavoro, un filo di rame rivestito di gomma è stato attaccato a ciascun campione e ricoperto con resina epossidica, lasciando circa 1 cm2 di superficie esposta su un solo lato per l'elettrodo di lavoro. Durante le misurazioni elettrochimiche, i campioni sono stati posizionati in un mezzo 2216E e mantenuti a una temperatura di incubazione costante (37 °C) in un bagno d'acqua. I dati di OCP, LPR, EIS e polarizzazione dinamica del potenziale sono stati misurati utilizzando un potenziostato Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., USA). I ​​test LPR sono stati registrati a una velocità di scansione di 0,125 mV s-1 nell'intervallo da -5 a 5 mV con Eocp e una frequenza di campionamento di 1 Hz. L'EIS è stato eseguito con un'onda sinusoidale nell'intervallo di frequenza da 0,01 a 10.000 Hz utilizzando una tensione applicata di 5 mV a stato stazionario Eocp. Prima della scansione del potenziale, gli elettrodi erano in modalità circuito aperto finché non è stato raggiunto un valore di potenziale di corrosione libera stabile. Le curve di polarizzazione sono state quindi eseguite da -0,2 a 1,5 V rispetto a Eocp a una velocità di scansione di 0,166 mV/s. Ogni test è stato ripetuto 3 volte con e senza P. aeruginosa.
I campioni per l'analisi metallografica sono stati lucidati meccanicamente con carta SiC bagnata a grana 2000 e poi ulteriormente lucidati con una sospensione di polvere di Al2O3 da 0,05 μm per l'osservazione ottica. L'analisi metallografica è stata eseguita utilizzando un microscopio ottico. I campioni sono stati incisi con una soluzione di idrossido di potassio al 10% in peso 43.
Dopo l'incubazione, i campioni sono stati lavati 3 volte con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) (pH 7,4 ± 0,2) e quindi fissati con glutaraldeide al 2,5% (v/v) per 10 ore per fissare i biofilm. Successivamente è stato disidratato con una serie graduata (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% e 100% v/v) di etanolo prima dell'essiccazione all'aria. Infine, la superficie del campione è stata spruzzata con una pellicola d'oro per fornire conduttività per l'osservazione SEM. Le immagini SEM sono state focalizzate sui punti con le cellule P. aeruginosa più sessili sulla superficie di ciascun campione. Eseguire l'analisi EDS per trovare gli elementi chimici. Un microscopio a scansione laser confocale Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Germania) è stato utilizzato per misurare la profondità della corrosione. Per osservare le fossette di corrosione sotto il biofilm, il pezzo di prova è stato prima pulito secondo lo standard nazionale cinese (CNS) GB/T4334.4-2000 per rimuovere i prodotti della corrosione e il biofilm dalla superficie del pezzo di prova.
L'analisi spettroscopica fotoelettronica a raggi X (XPS, sistema di analisi di superficie ESCALAB250, Thermo VG, USA) è stata eseguita utilizzando una sorgente di raggi X monocromatica (linea Kα in alluminio a 1500 eV di energia e 150 W di potenza) su un ampio intervallo di energia di legame 0 in condizioni standard -1350 eV. Sono stati registrati spettri ad alta risoluzione utilizzando un'energia di passaggio di 50 eV e un passo di 0,2 eV.
I campioni incubati sono stati rimossi e risciacquati delicatamente con PBS (pH 7,4 ± 0,2) per 15 s45. Per osservare la vitalità batterica dei biofilm sui campioni, i biofilm sono stati colorati utilizzando il kit di vitalità batterica LIVE/DEAD BacLight (Invitrogen, Eugene, OR, USA). Il kit contiene due coloranti fluorescenti, un colorante verde fluorescente SYTO-9 e un colorante rosso fluorescente allo ioduro di propidio (PI). Sotto CLSM, i punti con verde e rosso fluorescenti rappresentano rispettivamente cellule vive e morte. Per la colorazione, una miscela da 1 ml contenente 3 μl di SYTO-9 e 3 μl di soluzione PI è stata incubata per 20 minuti a temperatura ambiente (23 oC) al buio. Successivamente, i campioni colorati sono stati osservati a due lunghezze d'onda (488 nm per le cellule vive e 559 nm per le cellule morte) utilizzando una macchina Nikon CLSM (C2 Plus, Nikon, Giappone). Lo spessore del biofilm è stato misurato in modalità di scansione 3D.
Come citare questo articolo: Li, H. et al. Corrosione microbica dell'acciaio inossidabile super duplex 2707 da parte del biofilm marino di Pseudomonas aeruginosa.science.Rep. 6, 20190; doi: 10.1038/srep20190 (2016).
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